Дослідження росту мікроміцетів на різних джерелах вуглецевого живлення

Деградація високоупорядоченной форми целюлози здійснюється завдяки синергічного дії комплексу целлюлолитической ферментів. Trichoderma При будь-якій комбінації екзо-і ендоглюканаз Trichoderma Fusarium koningii, Fusarium Penicillium solani, Penicillium і Funiculosum відзначається виражений синергізм. Myrothecium Однак синергізм між екзоглюканазамі цих грибів та ендоглюканазамі грибів, не продукують екзоглюканазу (Myrothecium verrucaria), не виявлено. Немає також синергізму між екзоглюканазамі грибів та ендоглюканазамі рубцевих бактерій. Останнє вказує на істотні відмінності целлюлолитической систем грибів і бактерій.

У природі в процесі фотосинтезу виробляється велика кількість целюлози, в результаті виникли багато видів целлюлолитической мікроорганізмів. У грунті целюлозна та геміцеллюлозная частини біомаси розкладаються інтенсивніше, ніж лігнін, і швидко метаболізуються грунтовими мікроорганізмами. Trichoderma Показано, що целлюлаза з Trichoderma viride утворює з гуміновими кислотами комплекс, стабільний у грунтових умовах. При внесенні азоту в грунт розкладання лігніну і целюлози прискорюється. Додавання глюкози викликає зворотний ефект. Остаточний продукт деградації целюлози - вуглекислий газ, але якщо процес протікає в анаеробній середовищі, утворюється також метан (Марьіновская, 2006).

Зміст целюлози в деревному опаде складає 34 - 59%, дещо менше зміст геміцеллюлоз і пектину (Мірчінк, 1988).

d -глюкозы. Целюлоза є лінійним полімером d-глюкози. Залишки глюкози в молекулі клітковини, як і в молекулі целлобіози пов'язані β-глікозидного зв'язком. Norman Тому клітковину можна розглядати як полімер целлобіози. Norman   G . A. G. Fuller і Fuller   H . W. H. (1942) вважають, що більшість грибів здатне засвоювати клітковину. Незважаючи на те, що використання клітковини грибами має велике значення в кругообігу речовин у природі, процес цей вивчений далеко не повно.

G . Campbell W. G. висловив припущення, що першим етапом використання клітковини грибами є не гідроліз, а окислення. d -глюкоза. Гідроліз клітковини можна схематично представити наступним чином клітковина → целлодекстріни → целлотетроза → целлобіоза → d-глюкоза. Ферменти грибів, що розщеплюють целюлозу ще мало вивчені.

Здатність грибів засвоювати клітковину коливається в дуже широких межах. Загалом, засвоєння клітковини відбувається повільніше, ніж засвоєння глюкози. Це обумовлюється, по всій вірогідності, нерастворимостью клітковини, у зв'язку з якою дію целюлази обмежена поверхнею речовини. Можливо також, що синтез целюлази відбувається порівняно повільно (Ліллі, 1957).

Основними джерелами клітковини для грибів у природних умовах служать деревина і різні рослинні залишки. Хоча основною частиною деревини і рослинних залишків є саме клітковина, тим не менше в них, крім клітковини, завжди містяться геміцелюлоза, камеді, таніни та лігнін. Гриби, які руйнують деревину, зазвичай поділяють на види, що викликають білу гниль, і види, що викликають коричневу гниль. Гриби - збудники коричневої гнилі руйнують переважно клітковину. Гриби, що руйнують неклетчатковие складові частини рослинних тканин, викликають білу гниль. Види, відносяться до другої групи, мабуть, значно більш численні, ніж види грибів, що викликають коричневу гниль. За даними Ноблеса   М.К. tes (1948), до грибів, що викликають білу гниль, належать такі види: Armillaria mellea, Ganoderma lobatum, Lenzi tes Pleurotus betulinus, Pleurotus Polyporus ostreatus, Polyporus P . cinnabarinus , P . pargamenus . abietinus, P. cinnabarinus, P. pargamenus. До небагатьох видів, що викликають коричневу гниль, належать: Daedalea quercina, Lentinus lepideus, Lenzites trabea, Merulius lacrymans і Trametes americana (Ліллі, 1957).

1.2.2 Розкладання крохмалю

d -глюкозы. Як і целюлоза, крохмаль є полімером d-глюкози. Залишки глюкози в його молекулі з'єднані між собою α-глікозидного зв'язком, тому основною структурною одиницею молекули крохмалю, як і молекули глікогену, слід вважати мальтозу. Крохмаль складається з двох різних сполук. Молекули одного з них, званого амилазой, мають неразветвленную вуглецеву ланцюжок, тоді як іншу сполуку, з розгалуженою вуглецевої ланцюжком, отримало назву амілопектину. Зелені рослини синтезують крохмаль, тварини та гриби утворюють глікоген. d -глюкоза. Ферментативний гідроліз крохмалю може бути схематично представлений наступним чином: крохмаль → декстрини → мальтоза → d-глюкоза. Декстрини, що мають розгалужену вуглецеву ланцюжок, лише частково гідролізуються амілазою. Декстрини з неразветвленной вуглецевої ланцюжком повністю перетворюються в мальтозу (Мірбек, 1948).

Крохмаль не розчиняється у воді. Лише гриби, що утворюють амілазу, мають здатність засвоювати крохмаль. Існує чимало грибів, нездатних розвиватися на середовищах з крохмалем, проте більшість з них може засвоювати цей полісахарид. Волконський (1934) встановив, що 26 різних вивчених їм видів і штамів оомицетов з числа сапролегніевих засвоювали як крохмаль, так і продукти його гідролізу (декстрини, мальтозу і глюкозу), але не були здатні асимілювати 13 інших джерел вуглецю, включаючи сюди і фруктозу. Пізніше Марголін (1942) показав, що 19 з 21 виду грибів, засвоюють мальтозу, володіли також здатністю використовувати і декстрин (Ліллі, 1957).

1.2.3 Розкладання геміцеллюлоз

Геміцелюлози - полісахариди, цукру і уроновие кислоти - присутні в усіх рослинних тканинах. Ксилана, що відноситься до геміцелюлозами, - полімер ксилози, займає за кількістю в рослинах друге місце після целюлози. У деревині хвойних його 12%, листяних дерев - до 25%.

Розкладання геміцеллюлоз - процес неспецифічний і здійснюється багатьма мікроорганізмами. Велике місце в цьому процесі займають гриби, зокрема фермент ксиланазу є у багатьох грибів, як мікроміцетів, так і вищих базидіальних грибів, багато з яких є типовими сапротрофов на рослинній опаде (Мірчінк, 1988).

1.2.4 Розкладання пектинових речовин

Серед грибів є активні разлагателі пектину, який також є істотним компонентом рослинного опаду. Пектин утворить у рослинах міжклітинну речовину, з якої складаються так звані серединні пластинки, які з'єднують між собою окремі клітини рослини. Вони надають тканинам міцність. Пектин є високомолекулярна сполука вуглеводної природи - полісахарид, в якому метоксілірованние залишки галактуроновой кислоти пов'язані між собою β -1,4-глюкозидним зв'язками.

У рослинах пектинові речовини є у вигляді нерозчинного протопектину в з'єднання з іншими полісахаридами клітинної оболонки.

Дія пектіназ проявляється в розм'якшенні тканини і розпад її на окремі клітини. Існує кілька типів ферментів-пектіназ в залежності від специфіки їх дії на субстрат: протопектінази викликають перетворення нерозчинного протопектину у розчинний протопектин, розщеплюють зв'язку між метоксілірованной полігалактуроновой кислотою і пов'язаним з нею арабаном і ксиланів; пектінестерази гідролізують метоксільние молекули розчинної пектину (гидролитическое відщеплення метоксільних груп від розчинного пектину), в результаті чого утворюється полігалактуроновая кислота і метиловий спирт; полігалактуроназу гідролізують β -1,4-глюкозидним зв'язку пектинової кислоти до вільних галактуроновой кислот. Зустрічаються головним чином у різних видів бактерій і грибів.

Багато гриби утворюють пектинолитические ферменти. Aureobasidium Висока пектинолитические активність виявлена ​​у деяких епіфітних грибів, головним чином Aureobasidium Cladosporium . pullulans і видів Cladosporium. Cladosporium , Alternaria , Aposphaeria , Penicillium , фитопатогенные грибы родов Fusarium , Verticillium , Botrytis Пектинолитические гриби займають значне місце серед типових представників лісової підстилки - це види родів Cladosporium, Alternaria, Aposphaeria, Penicillium, фітопатогенні гриби родів Fusarium, Verticillium, Botrytis Sclerotinia cinerea, Sclerotinia sclerotiorum.

Ферментативне руйнування пектинових речовин у рослинах має значення в патогенезі деяких захворювань. Фітопатогенні гриби руйнують пектин серединної пластинкою і пектати у первинних клітинних оболонках, що призводить до зміни їх фізико-хімічних властивостей і створює умови для впровадження паразита, а також у результаті дії пектінестерази утворюються речовини - полігалактуроніди, здатні закупорювати судини, що в кінцевому підсумку призводить до в'янення рослин.

Істотне значення руйнування пектинових речовин грибами має при розкладанні рослинного опаду. Практичне використання пектіназ грибів - застосування в харчовій промисловості при приготуванні фруктових соків для їх освітлення, а також при мочці льону (Мірчінк, 1988).

1.2.5 Розкладання лігніну

Гриби - майже єдині руйнівники лігніну. Здатність грибів здійснювати глибоке руйнування лігніну представляє собою унікальне явище.

Лігнін - найбільш поширене в природі полімерне циклічне з'єднання. У найбільшій кількості лігнін міститься в деревині та деревному опаде. Зміст його в опаде хвойних порід становить 28 - 34%, листяний порід - 18 - 28%. У хімічному відношенні лігнін не є індивідуальним речовиною з цілком певними властивостями і складом.

Дослідження, що стосуються мікробної деградації лігніну, відносяться до однієї з найбільш складних біологічних проблем, оскільки лігнін поки не може бути точно визначений як хімічна речовина. Також не можуть бути точно визначені і проміжні реакції його біологічного перетворення. Найбільш активні групи мікроорганізмів, що руйнують лігнін, належать до древоразрушающім базидіоміцетів, що викликає білу гниль. Однак до теперішнього часу невідомі повністю всі стадії ферментативних реакцій в процесі розкладання лігніну, тобто відомі далеко не всі ферменти, що здійснюють цей процес.

Відмінності деградації лігніну від деградації інших полімерів полягає в тому, що такі полімери, як протеїни, полісахариди, нуклеїнові кислоти, складаються з регулярно повторюваних одиниць, у той час як лігнін складається з різних мономерів, що мають різні типи зв'язків. Більшість мікроорганізмів, які впливають на лігнін, викликають в ньому дуже незначні зміни, які проявляються в основному в зменшенні числа метоксільних груп і дуже слабкою втрати у вазі. Деякі сумчасті і недосконалі гриби можуть рости на середовищах, що містять препарат лігніну в якості єдиного джерела вуглецю, такі, як Fusarium c tis , F . nivale и некоторые другие, но они не вызывают существенных изменений в молекуле лигнина. la c tis, F. nivale і деякі інші, але вони не викликають суттєвих змін в молекулі лігніну. Речовини, що представляють собою похідні лігніну, - ванілін, бузковий альдегід і інші, використовуються грибами пологів Chaetomella, Coniothyrium, Cylindrocarpon, Torula, Hormiscium.

Coriolus Дослідження останніх років показують, що повне розкладання лігніну з руйнуванням ароматичного кільця можуть здійснювати тільки базидіальних древоразрушающіе гриби, що викликають білу гниль: Coriolus Fomes versicolor, Fomes Collybria , Marasmius , Mycena . fomentarius, і деякі підстилковий базидіоміцети, такі, як види пологів Collybria, Marasmius, Mycena.

Висока молекулярна маса і низька розчинність лігніну перешкоджають його прямий асиміляції мікроорганізмами. Попередньо відбувається його розщеплення екзоферментів у зовнішньому середовищі. Своєрідне хімічну будову лігніну робить його важкодоступним для ферментних систем мікроорганізмів. Багато мікроорганізми володіють ферментними системами, здатними до перетворення простих ароматичних сполук. Однак полізамещенние ароматичні сполуки - мономери лігніну - доступні лише небагатьом представникам окремих родів, так як для їх розкладу потрібні досить рідкісні у мікроорганізмів ферменти деметилювання і декарбоксилювання ароматичних структур. Незвичайний для мікроорганізмів і характер зв'язків між мономерами, деякі з них не мають аналогій серед сполук, типових для живої клітини. Вони зовсім недоступні для ферментів - деполімераз мікроорганізмів, легко руйнують білкові, полісахаридні, полінуклеіновие молекули.

Здатність багатьох грибів розкладати клітковину і лігнін визначає їх активну участь в розкладанні рослинного опаду. У рослинному опаде в деревині лігнін і целюлоза утворюють природний комплекс, в якому його складові структурно і хімічно пов'язані між собою. Розкладання лігноцелюлозної комплексу грибами встановлено серією експериментів з розкладання рослинного опаду, проведених В.Я. Частухін. Він розробив спеціальну методику для лабораторного вивчення процесів розпаду, яка дозволила створити модель процесів, що відбуваються в природі, в умовах точно контрольованих дослідів.

За характером впливу на опад виділяють три групи підстилковий сапротрофов (Мірчінк, 1988):

Lepiota I група - гриби, переважно розкладають клітковину, - Lepiota procera.

Phallus II група - гриби, переважно розкладають лігнін, - Phallus impudicus.

Collybria , Marasmius , Clitocybe . III група - гриби, які здійснюють змішаний вплив, - Collybria, Marasmius, Clitocybe.

Г.   Marasmius , Ліндбергом були проведені досліди з визначення інтенсивності розкладання целюлози та лігніну підстилковим сапротрофов, що належать до різних видів Marasmius, безпосередньо в рослинному опаде з точним урахуванням вихідного і кінцевого змісту цих продуктів в субстраті. Marasmius оказались способными разлагать лигнин, но интенсивность разложения лигнина у разных видов различна. Майже всі види Marasmius виявилися здатними розкладати лігнін, але інтенсивність розкладання лігніну в різних видів різна. Також було різним відношення кількостей розкладених лігніну і клітковини. Marasmius Таким чином, всередині роду Marasmius можна виділити групи, переважно розкладають лігнін, клітковину або обидва компоненти разом (Мірчінк, 1988).

1.2.6 Руйнування грибами деревини

Різні гриби руйнують мертву деревину живих дерев, проникаючи в центральний циліндр найчастіше через ураження кори. Інші види заселяють переважно заготовлену деревину, а деякі навіть спеціалізуються на дерев'яних будівлях. Пошкодження ними негативно впливають на міцність (важливу в будівництві) і зовнішній вигляд (фанеровка) матеріалу.

Як субстрат деревина містить лише сліди доступних поживних речовин. Розкладання клітинних стінок вимагає особливих ферментів. Недолік кисню, високий вміст двоокису вуглецю, неминуче утвореною організмами під час росту, а також низька вологість середовища здійснюють подальший жорсткий відбір відповідних грибів, з яких більшість належить до базидіоміцетів; на деревині зустрічаються і аскоміцети, в тому числі що викликають її фарбування.

Великий практичний інтерес викликають в даний час гриби, руйнують лігнін, лігноцелюлозу і целюлозу, поряд з цим пошкодження грибами деревини завжди вимагали величезної уваги. Профілактичні заходи приймаються на всіх етапах її заготівлі: рубка в холодну пору, прискорена розпилювання на колоди і дошки, перевагу порід з твердою більш стійкою до грибів деревиною, аерованої зберігання при максимальному зниженні контакту пиломатеріалів з ​​грунтом і один з одним в штабелях. Деревину, яка буде піддаватися впливу несприятливих погодних умов, особливим чином просочують, а в будівельній справі часто додатково захищають шляхом фарбування, обпалювання або лакування (Мюллер, 1995).

Беручи участь в розкладанні багатьох вуглецевмісних речовин рослинного опаду і деревини в першу чергу трудноразлагаемих полімерних сполук, де грибів належить провідна роль, вони займають значне місце у кругообігу вуглецю, будучи постачальниками СО ₂ в атмосферу.

Серед грибів є організми, які розкладають жири і воску, що входять до складу рослинних і тваринних тканин. Це визначається наявністю у них ферментів ліпаз. Mucor Найбільшою активністю ліполітичних ферментів мають види Mucor Rhizopus lipolyticus, Rhizopus Aspergillus nigricans, Aspergillus Penicillium niger, Penicillium Penicillium verrusum, Penicillium roquefortii. Багато виділені з поверхні рослин, будучи епіфітами і здатні розкладати також воскові нальоти на поверхні рослин.

Відома також здатність грибів розкладати як аліфатичні, так і ароматичні вуглеводні. Aspergillus (Мирчинк, 1988). У цьому відношенні найбільшою активністю характеризуються гриби роду Aspergillus (Мірчінк, 1988).

1.2.7 Руйнування грибами текстилю та подібних виробів

Вовна, льон, бавовна, шкіра, як і практично всі інші матеріали рослинного і тваринного походження, можуть ферментативно руйнуватися грибами. Chaetomium Найчастіше це аскоміцети Chaetomium Sphaeriales ), Myrothecium , Trichoderma и многие другие Fungi globosum (Sphaeriales), Myrothecium, Trichoderma і багато інших Fungi Aspergillus , Penicillium , Alternaria , Stemphylium , Gliocladium , Cladosporium ). imperfecti (Aspergillus, Penicillium, Alternaria, Stemphylium, Gliocladium, Cladosporium). Basidiomycota преобладают лишь в особо благоприятных для них условиях. Найбільш важливі тут володіють високою ферментативною активністю, швидкорослі убіквісти, тоді як спеціалізовані Basidiomycota переважають лише в особливо сприятливих для них умовах.

Для свого росту і руйнуючої дії ці невибагливі гриби потребують мінімумі вологості. Якщо така умова виконана, вони заповнюють також папір, мотузки і подібні матеріали, бідні поживними речовинами.

При розкладанні природних макромолекул гриби кращі з-за високої ферментативної активності; до того ж їх целюлази та інші ферменти частіше, ніж у бактерій, виділяються з клітин.

Ці властивості грибів можна використовувати при отриманні «біогазу» на попередній стадії руйнування полімерів і для рециклізації відходів - побутового сміття (Мюллер, 1995).

1.2.8 Руйнування грибами нафтопродуктів

В останні десятиліття у зв'язку з відродився інтересом до процесів мікробного перетворення вуглеводнів були виявлені міцеліальні гриби, діяльність яких призводить до деструкції нафти та її похідних. В даний час доведено, що утилізувати нафтопродукти, в тому числі різні палива, під час зберігання і транспортування здатні багато видів грибів і бактерій (Андреюк, 1980).

Нафтопродукти як середовище проживання грибів характеризуються рядом особливостей: 1) містять велику кількість порівняно доступного вуглецю і мінімальне - азоту при майже недоступному просторовому розташуванні його в молекулі, 2) у них майже відсутня доступна активна вода. de Це робить істотний вплив на синтез de novo грибної клітини.

C : N у грибов при росте на нефтепродуктах в биохимическом аспекте исследованы еще мало и уровень этих данных уже не отвечает современным представлениям о возможностях грибной клетки. Питання необхідного співвідношення C: N у грибів при зростанні на нафтопродуктах в біохімічному аспекті досліджено ще мало і рівень цих даних вже не відповідає сучасним уявленням про можливості грибної клітини. Очевидно, тут має місце не тільки типовий гетеротрофний процес, але також певне подобу хемотрофи і автотрофи, причому стадії росту відрізняються і специфічні по здатності до різних типів трофіки. Особливо це проявляється в період формування репродуктивних структур (Малашенко, 1987).

Специфікою росту грибів на нафтопродуктах є їх здатність розповсюджуватися на поверхні, то є можливість використовувати при цьому активну воду з повітря, а також рости в товщі нафтопродуктів, тобто обмежувати свої потреби у воді за рахунок активної води самих нафтопродуктів (Жданова, Василевська, 1982) .

Зростання грибів (кладоспоріев, пеніцілліев, аспергиллов і деяких інших видів і штамів) у різних нафтопродуктах характеризується різним типом розміщення міцеліальних плівки. Найбільш типовий - на розділі фаз, проте найчастіше спостерігається ще й глибинний зростання, при якому розвивається не лише в товщі рідини - до 20 см. Причому цікаво, що зростання цих штамів при певному співвідношенні нафтопродуктів і води мало залежить від висоти шарів суміші, а також повітря у надсубстратном просторі. Це свідчить про велику можливості міцеліальних грибів витримувати жорсткі умови і пристосовуватися до споживання необхідних для метаболізму речовин не зовсім звичайними біохімічними і фізіологічними шляхами.

В даний час встановлено, що здатність окислювати вуглеводні нафти не є специфічною рисою окремих видів грибів. Це не рідкісна їх особливість, а одна з фізіологічних функцій. Однак, незважаючи на велику схожість хімічних і фізичних властивостей фракцій нафтопродуктів, у більшості видів грибів чітко проявляється виборче відношення до їх утилізації (Бабьева, 1983).

1.2.9 Руйнування полімерних матеріалів

Синтез полімерів та створення на їх основі матеріалів, що володіють підвищеною стійкістю до факторів навколишнього середовища і впливу різних організмів, привів до загострення екологічної обстановки через накопичення великих обсягів відходів, що містять ці сполуки в різних галузях промисловості. В останні десятиліття у багатьох країнах приділяється велика увага створенню полімерних матеріалів та їх модифікацій, утилізація яких можлива під впливом мікробіоти. Як добавки до пластифікаторів дослідники використовують природні компоненти такі, як крохмаль, похідні целюлози, протеїн, хітозан і так далі. На основі цих композитних полімерів ряд фірм випускає пластики для виробництва виробів разового користування, упаковки харчових продуктів, плоских плівок і так далі, які мають здатність до біодеградації при компостуванні і так далі (Власова, 2001; Фомін, 2001). Склад мікроорганізмів, контамінуючі техногенні матеріали і здатних викликати їх біодеградацію, дуже різноманітний як в таксономічному відношенні, так і за їх фізіолого-біохімічної активності. Серед них провідне місце займають представники дейтероміцетів, здатні розвиватися на великому сортименті матеріалів, що містять сполуки як природного походження, так і штучного синтезу (биоповреждения, 1987; Коваль, 1989).

Було проведено дослідження О.В. Сичугова з співавторами (2003) з метою вивчення можливості росту і розвитку видів мікроміцетів на композиції плівкового сополімеру етилену та вінілацетату з термопластичних крохмалем.

У процесі даного дослідження оцінка можливості споживання різних форм крохмалю тест - культурами показала, що вони здатні утилізувати дане джерело вуглецевого живлення. Проте динаміка зростання видів на різних середовищах при однакових умовах інкубації, при одній і тій же навішуванні крохмалю не однакова, що особливо чітко проявляється на 4-10-а доба. Виявляється і деяка різниця в темпі росту видів грибів на нативному і розчинній крохмалі різного походження, а також на середовищах Чапека і Гетченсона, взятих в якості контролю (Сичугова, 2003).

Ellis , 1971; Watanabe , 2000). Зміни морфологічних ознак і утворення нових структур у тест - культур на модифікованих середовищах при заміні сахарози на крохмаль і зростанні на полімері не відзначаються, і вони співвідносяться з параметрами, наведеними у визначниках (Підоплічко, 1953; Ellis, 1971; Watanabe, 2000). Відмінності виявлені у них тільки в темпах формування морфологічних структур. Хоча в літературі і наведені дані про вплив субстрату на появу нових морфологічних структур у грибів (Богомолова, 2001), проте, найімовірніше, онтогенез та темпи розвитку визначаються геномом виду, реалізація програми якого залежить від впливу різних факторів (Шевцова, 1987; Долгова, 1997).

Aspergillus На поверхні плівки, що містить термопластичний крохмаль фіксуються сформовані пучки конидиеносцев Aspergillus Paecilomyces niger, Paecilomyces Penicillium variotii, Penicillium Chaetomium funiculosum, Chaetomium Trichoderma globosum, Trichoderma viride. Інші види із взятого набору тест-культур не ростуть на даному субстраті або формують слабке спороношення і в більш пізні терміни.

Зростання міцелію і формування спороношення на композиції плівкового сополимера дає підставу припускати участь деяких видів грибів у біодеструкції полімеру з кополімерів етилену і вінілацетату (СЕВА) з додаванням термопластичного крохмалю (ТПК). Це дає можливість при подальших пересіву на сумішах СЕВА і ТПК відібрати найбільш активні види та їх штами для розробки біотехнології з його утилізації (Сичугова, 2003).

Таким чином, мікроскопічні гриби можуть використовувати в якості джерел вуглецю різноманітні органічні речовини, тим самим будучи важливими деструкторами різних природних матеріалів: целюлози, крохмалю, лігніну, геміцелюлози, жирів, вуглеводнів, а також синтетичних матеріалів, таких як пластики, плівки, упаковки харчових продуктів і так далі.

2. Об'єкти і методи досліджень

2.1 Об'єкти досліджень

Aspergillus В якості об'єктів дослідження були вибрані колекційні штами мікроміцетів: Aspergillus A . fumigatus , Alternaria sp. , Penicillium flavus, A. fumigatus, Alternaria sp., Penicillium Cladosporium sp., Cladosporium Trichoderma sp., Trichoderma Verticillium sp., Verticillium sp. Культури були взяті з колекції культур мікроорганізмів кафедри «Прикладна біологія та мікробіологія» АГТУ. Aspergillus Дані види мікроміцетів були виділені з основних типів грунтів Астраханської області та з рослинних субстратів: Aspergillus A . fumigatus из бурой полупустынной почвы Орловского смешанного леса, Alternaria sp . flavus і A. fumigatus з бурого напівпустельній грунту Орловського змішаного лісу, Alternaria sp. і Cladosporium Cladosporium sp. - з листя суниці, Cladosporium sp. Trichoderma - З каштанового грунту Дубового лісу, Trichoderma Verticillium sp., Verticillium sp. - З каштанового грунту ясеневого лісу.

2.2 Відбір та підготовка грунтового зразка

Зразки грунтів для мікробіологічних досліджень відбирають у стерильні пергаментні пакети, поліетиленові пакети або скляний посуд.

При відсутності можливості аналізувати зразки безпосередньо після збору, їх протягом кількох годин висушують на повітрі, оберігаючи від прямих сонячних променів.

При підготовці грунтів до мікробіологічного аналізу необхідно провести наступні операції: очистити від каменів, трав; зруйнувати грунтові агрегати, використовуючи метод розтирання грунту у стерильній фарфоровій чашці маточкою (Градова, 2001).

2.3 Методи виділення цвілевих грибів

При виявленні та обліку мікроміцетів проводять посів з розведення грунтової суспензії на щільні живильні середовища. Найбільш часто використовують підкислені молочною кислотою, сусло - агар та синтетичні середовища з простими вуглеводами (наприклад, середовище Чапека). Підкислення виробляють для того, щоб вбити бактерії.

При виявленні грибів, які не розвиваються на кислих середовищах, використовують барвники: бенгальська рожевий, кристалічний фіолетовий, малахітовий зелений. Застосовують також комбінації з барвників і антибіотиків.

Гриби, які не витримують конкуренцію за моносахара, виділяють на «голодні середовища» - водний агар, агар з грунтової витяжкою, агар з розведеним у 8-10 разів суслом. На цих середовищах мікроміцети розвиваються значно повільніше і утворюють дрібні колонії. При виділенні мікроміцетів, що розкладають целюлозу, лігнін, гумусові речовини, джерело вуглецю додають до синтетичної мінеральному середовищі (Бабьева, 1989).

2.4 Методи ідентифікації цвілевих грибів

Культуральні ознаки грибів описують на щільних поживних середовищах в чашках Петрі. При описі культуральних ознак грибів відзначають зовнішній вигляд колоній, текстуру колоній (бархатиста, шерстиста, шорстка, повстяна), забарвлення колоній, дифузію пігменту в агар, складчастість колонії, наявність ексудату.

Для характеристики морфологічних ознак спочатку розглядають чашки при малому збільшенні, а потім готують мікроскопічний препарат - роздавлена ​​крапля (Бабьева, 1989).

Ідентифікація міцеліальних грибів заснована головним чином на зіставленні макроскопічних та мікроскопічних ознак досліджуваної культури з раніше описаними ознаками відомих грибів. Для кожної ідентифікованої культури необхідно визначити колір поверхні (у деяких організмів і зворотної сторони) і фактуру колоній, а також швидкість зростання за діаметром колоній (макроскопічні ознаки). Подальша робота з ідентифікації пов'язана з приготуванням препаратів репродуктивних органів: необхідно відзначати характер септірованія гіф, тип конідіогенних клітин і вигляд їх репродуктивних пропагул. Належність грибів встановлюють за наявності різноманітних конідіального спороношення як відкритих, так і всередині спеціальних вмістищ - пікнід і відсутності яких-небудь статевих спороношення. Застосовувана на практиці ідентифікація заснована в основному на морфологічних ознаках конідіального спороношення, які надзвичайно різноманітні. Booth , 1971; Pitt , 1991; Klich , 1992). Належність до класу і роду встановлюють за визначників (Єгоров, 1986; Білай, 1987; Саттон, 2001; Єремєєва, 2007; Booth, 1971; Pitt, 1991; Klich, 1992).

2.5 Принципи складання поживних середовищ для грибів. Основні принципи композиції середовищ

При складанні поживних середовищ для грибів зазвичай користуються результатами попередніх досліджень щодо з'ясування значення для росту і розвитку досліджуваного об'єкта концентрації окремих компонентів (джерел вуглецю, азоту, зольних речовин і вітамінів).

Основними правилами, яких дотримуються при складанні середовищ, що сприяють росту грибів, є наступні:

1. доцільно застосовувати окремі джерела вуглецю і азоту;

2. концентрація речовини, що служить джерелом азотного живлення, повинна сильно поступатися концентрації речовини - джерела вуглецю (приблизно в 10 - 15 разів).

Хоча середовища натурального походження більш сприятливі для зростання більшості грибів, однак при фізіологічних експериментах з вивчення розвитку та обміну у грибів використовувати їх небажано, тому що їх склад непостійний. Для цих експериментів зазвичай використовуються синтетичні середовища. Однією з перших синтетичних середовищ для грибів (культур видів аспергиллов і пеніціллов) була середа Роллена наступного складу (г / л):

сахароза - 72 (близько 5%);

винна кислота - 4,0 (для підкислення середовища);

фосфорнокислий амоній - 4,0;

вуглекислий калій - 0,6;

сірчанокислий амоній - 0,25;

сірчанокислий цинк - 0,07;

сірчанокисле залізо - 0,07;

кремнекіслий калій - 0,07;

дистильована вода - 1,5   л.

Більш простий склад має середовище Чапека (г / л):

сахароза - 30,0;

NaNO ₃ - 2,0;

MgSO ₄ - 0,5;

FeSO ₄ - 0,01;

KH ₂ PO ₄ - 1,0;

KCl - 0,5;

дистильована вода - 1,0   л.

Для багатьох грибів вказані тут середовища є неповноцінними. Деякі гриби (особливо вітамінозавісімие) ростуть на них погано або зовсім не ростуть. У таких випадках, якщо потреба даного організму у вітамінах не вивчена, необхідно додавати в середу екстракти рослинних або тваринних тканин, вибираючи їх виходячи з екології даного гриба. Наприклад, в середовища для вирощування грибів - дереворуйнівниками додають тирсу з деревини тієї породи дерева, яку вони вражають в природі, для вирощування грибів - паразитів рослин - тканини рослини - господаря; вирощування грибів - копрофілов виробляється на середовищах з гнойовим екстрактом (Беккер, 1983) .

2.6 Приготування поживних середовищ

Посуд для приготування середовищ не повинна містити сторонніх речовин, наприклад лугів, що виділяються деякими сортами скла. Перед вживанням посуд ретельно мили, полоскали і висушували. Середовища варили в скляних колбах об'ємом 250 мл. Кожній середовища готували об'ємом по 100 мл, розрахованої на 5 культур досліджуваних штамів. Після варіння середовища стерилізували в автоклаві при 0,5 атм і 120 ^○ С протягом 20 хвилин. Після стерилізації і додавання відповідних джерел вуглецевого живлення середовища розливали у стерильні чашки Петрі по 20 мл. Попередньо в чашки вносять по 1 краплі молочної кислоти для підкислення середовища, яке необхідно, щоб вбити бактерії.

2.7 Визначення здатності цвілевих грибів використовувати з'єднання вуглецю

Мікроміцети характеризуються неоднаковою здатністю використовувати різні сполуки вуглецю для конструктивного і енергетичного метаболізму. Щоб з'ясувати можливість росту гриба за рахунок тих чи інших вуглецевмісних речовин, їх висівають на синтетичні середовища, що містять в якості єдиного джерела вуглецю різні моно-, ди-і полісахариди, багатоатомні спирти, органічні кислоти, вуглеводні.

В якості єдиного джерела вуглецю були обрані природні рослинні матеріали: рослинний опад, очерет, тирса, кора, сіно. Джерела вуглецю додавали в середу в дрібно нарізаному вигляді. Всі джерела вуглецю додавалися в середовища кількістю 30 р. / л.

У даній роботі визначення особливостей росту грибів на різних джерелах вуглецевого живлення проводилося шляхом поверхневого посіву досліджуваних штамів на середу Чапека з різними джерелами вуглецю. Посів культур здійснювали уколом в центр чашки Петрі. Час культивування становило 14 діб, температура культивування - 25 ^○ С. Значення застосовуваних поживних середовищ для процесів росту грибів оцінювалося методом вимірювання радіальної швидкості росту шляхом періодичного виміру діаметра колоній грибів (через кожні 48 годин), що ростуть на чашках Петрі.

Для визначення здатності мікроміцетів використовувати різні джерела вуглецю застосовують і інші методики.

Наприклад, багато мікроміцети можуть використовувати в якості єдиного джерела вуглецю органічні кислоти. NH ₄ ) ₂ HPO ₄ – 0,5; MgSO ₄ *7 H ₂ O – 0,2; NaCl – 0,1; агар – 15,0; органическая кислота в виде соли Na или К – 2,0; pH 6,8. Для визначення здатності рости на середовищах з органічними кислотами рекомендується щільне середовище складу (г / л): (NH _{4) 2} HPO ₄ - 0,5; MgSO ₄ * 7 H ₂ O - 0,2; NaCl - 0,1; агар - 15,0; органічна кислота у вигляді солі Na або К - 2,0; pH 6,8. pH 6,8 – 8,4 изменяет окраску от желтой к красной. До стерилізації до середовища додають 20 мл 0,04% водного розчину індикатору метилротом, який в інтервалі pH 6,8 - 8,4 змінює забарвлення від жовтої до червоної. Середовище розливають у пробірки і стерилізують при 1 атм. Посів проводять уколом. Тривалість культивування від 2 до 14 діб залежно від швидкості росту мікроорганізмів. Про споживання органічних кислот свідчить зростання за уколу і зміна кислотності середовища в лужну сторону, що виразно помітно за кольором індикатора.

Деякі гриби здатні використовувати і такі хімічно стійкі сполуки, як вуглеводні. KNO ₃ – 4,0; KH ₂ PO ₄ – 0,6; Na ₂ HPO ₄ *12 H ₂ O – 1,4; MgSO ₄ *7 H ₂ O – 0,8; выщелоченный агар – 2,0; pH 7,2. Виявити здатність мікроорганізму окисляти рідкі нелеткі вуглеводні можна на щільному середовищі складу (г / л): KNO ₃ - 4,0; KH ₂ PO ₄ - 0,6; Na ₂ HPO ₄ * 12 H ₂ O - 1,4; MgSO ₄ * 7 H ₂ O - 0,8; вилужений агар - 2,0; pH 7,2. Середовище стерилізують в колбах при 1 атм. і розливають у чашки Петрі товстим шаром. Після того як середовище застигне, в центрі агарної платівки вирізують лунку. Для цієї мети можна скористатися пробкових свердлом (діаметр 8-10   мм), яке попередньо стерилізують в полум'ї пальника. Мікроміцети висівають радіальними штрихами від лунки до периферії чашки. У лунку вносять 2-3 краплі досліджуваного вуглеводню (стерилізують фільтруванням). Чашки поміщають у термостат строго горизонтально, не перевертаючи. Через 7-10 діб відзначають наявність або відсутність зростання по штриху у порівнянні з контролем - зростанням на середовищі без вуглеводнів (Нетрусов, 2005).

2.8 Визначення радіальної швидкості росту

Визначення радіальної швидкості росту грибів проводили на щільному живильному середовищі за певний проміжок часу. Після 48 годин інкубації при 25 ^○ С вимірюють діаметр виросли на чашках колоній за допомогою лінійки. Цю операцію повторюють через кожні дві доби протягом двох тижнів.

За діаметр окремої колонії в даний момент часу приймають середнє арифметичне вимір. Обчислення радіальної швидкості проводять за формулою:

K _r r – r _o ) / ( t – t _o ), = (R - r _o) / (t - t _o),

k – радиальная скорость роста; де k - радіальна швидкість росту;

t _o ; r _o - радіус колоній в початковій момент часу t _o;

t (Паников, 1991). r - радіус колоній в момент часу t (паніка, 1991).

2.9 Обробка отриманих даних

У процесі культивування вимірювали діаметр колоній кожні 48   год і визначали радіальну швидкість росту, амплітуду її мінливості, характер біоритмів.

На підставі отриманих даних складали графіки залежності радіальної швидкості росту досліджуваних штамів від часу, визначали здатність досліджуваних штамів використовувати в якості єдиного джерела вуглецю природні рослинні матеріали (очерет, сіно, рослинний опад, тирса, кора).

3. Дослідження росту мікроміцетів на різних джерелах вуглецевого живлення

Aspergillus Об'єктами дослідження стали колекційні штами мікроскоскопіческіх родів Aspergillus A . fumigatus , Alternaria flavus, A. fumigatus, Alternaria Penicillium sp., Penicillium Cladosporium sp., Cladosporium Trichoderma sp., Trichoderma Verticillium sp., Verticillium sp. Як джерело вуглецю використовували природні рослинні матеріали: очерет, кору, рослинний опад, тирса, сіно.

У результаті посіву досліджуваних мікроскопічних грибів на середу Чапека з різними джерелами вуглецю було встановлено, що зміна трофічних умов робить істотний вплив на розвиток мікроміцетів. Оцінка можливості споживання різних джерел вуглецю показала, що вони здатні утилізувати багато джерел вуглецевого живлення, але більшість з досліджуваних видів не використовували тирсу в якості єдиного джерела вуглецю. Динаміка зростання видів на різних середовищах при однакових умовах інкубації, не однакова.

У таблиці додатка і на малюнках 1-7 наведено залежності радіальної швидкості росту від часу у вивчених грибів на різних джерелах вуглецю.

fumigatus развивается на всех источниках углерода с высокой скоростью роста, за исключением среды с опилками, на которой совсем не проявляет признаков роста. A. Fumigatus розвивається на всіх джерелах вуглецю з високою швидкістю росту, за винятком середи з тирсою, на якій зовсім не виявляє ознак росту. До 96   ч. експозиції радіальна швидкість росту на всіх середовищах була приблизно однакова, потім на середовищі з листям спостерігається стрибок зростання (в 4 рази в порівнянні з іншими середовищами) в інтервалі 144 - 192   A . fumigatus растет примерно с одинаковой скоростью, но различались ритмичностью биоритмов. ч. На решті середовищах A. fumigatus зростає приблизно з однаковою швидкістю, але розрізнялися ритмічністю біоритмів. На середовищі з очеретом має чіткі 2-добові ритми. Біоритми більшої тривалості (4-добові) відзначені на середовищах з корою і сіном. A . fumigatus Однак на середовищі з корою A. Fumigatus володіє дещо більшою швидкістю росту. До 288   ч. культивування швидкість радіального росту стають приблизно однаковою на всіх середовищах.

Рис.   1. Радіальна швидкість росту A. fumigatus, мм / год

Рис.   2. Радіальна швидкість росту A. flavus, мм / год

A . flavus на протяжении всей экспозиции значительно не изменялась. Радіальна швидкість росту A. Flavus протягом всієї експозиції значно не змінювалася. Максимальна швидкість росту на середовищі з сіном доводиться на 96   ч., на середовищах з листям, очеретом і корою - на 192   ч. часу культивування. A . fumigatus , A . flavus Також як і A. Fumigatus, A. Flavus не використовує тирсу в якості єдиного джерела вуглецю. На середовищах з листям і сіном вид росте з 2-добової періодичністю. Біоритми більшої тривалості (3,5-4-х діб) спостерігаються на середовищах з очеретом і корою.

Рис.   3. Радіальна швидкість росту Alternaria sp., Мм / год

За даними графіка видно, що Alternaria на середовищі, де в якості єдиного джерела вуглецю присутній кора, проявляє найбільшу швидкість росту з біоритмами другий доби. На середовищі з сіном Alternaria розвивається з дуже низькою швидкістю і вже до 192   ч. експозиції припиняє ріст. На середовищах з листям і очеретом зростає з однаковою радіальної швидкістю росту до 96   ч. культивування, потім на середовищі з очеретом відбувається стрибок приблизно в 1,5 рази. На цих середовищах Alternaria проявляє сповільнену ритмічність (більше 2-х діб).

Рис.   4. Радіальна швидкість росту Cladosporium sp., Мм / год

Cladosporium Виходячи з даних графіка 4 видно, що Cladosporium росте на середовищі з корою з найбільшою швидкістю росту і з періодичністю другий доби. До 10-ти діб культивування зростання на цьому середовищі припиняється. На середовищі з листям мікроміцети зростає з меншою ритмічністю (більше 2-добові біоритми). Cladosporium развивается на средах с камышом и сеном с биоритмами четверо суток и прекращает расти к 192 З найменшою радіальної швидкістю росту Cladosporium розвивається на середовищах з очеретом і сіном з біоритмами чотири доби і припиняє рости до 192   ч. експозиції. На всіх середовищах ріст припиняється ще до 14 днів культивування.

Рис.   5. Радіальна швидкість росту Verticillium sp., Мм / год

За даними графіка 5 видно, що Verticillium на середовищах з листям і очеретом на початку культивування зростає з однаковою швидкість росту з 2-добовими біоритмами. Із 96   ч. до 192   ч. експозиції на цих середовищах відбувається затримка росту. На середовищі з корою мікроміцети зростає з найбільшою швидкістю росту з періодичністю в другому доби. Приблизно з такою ж радіальної швидкістю росту Verticillium росте на середовищі з сіном, але з ритмічністю (більше 2-х діб).

Рис.   6. Радіальна швидкість росту Penicillium sp., мм / год

Penicillium – единственный из исследуемых штаммов, использующий опилки в качестве единственного источника углерода. З даних графіка видно, що Penicillium - єдиний з досліджуваних штамів, що використовує тирсу в якості єдиного джерела вуглецю. Зростання починається з 48 діб культивування, і розвивається на цьому середовищі з більш 2-добової періодичністю. На середовищах з листям і очеретом мікроміцети зростає з найбільшою радіальної швидкістю росту і з 2-добовими біоритмами. До 192   Penicillium с наименьшей скоростью роста растет на средах с корой и сеном с ритмичностью в 2-ое суток. ч. експозиції на середовищі з листям ріст припиняється, також як і на середовищі з сіном. Penicillium з найменшою швидкістю росту зростає на середовищах з корою і сіном з ритмічністю в другому доби.

Рис.   7. Радіальна швидкість росту Trichoderma sp., Мм / год

Trichoderma хорошо развивается на всех средах, кроме среды с опилками. Вже на першу добу культивування Trichoderma добре розвивається на всіх середовищах, окрім середи з тирсою. На середовищах з листям, корою і очеретом мікроміцети зростає з 2-добової періодичністю. Trichoderma растет на среде с сеном. З дуже низькою швидкістю росту і з уповільненою ритмічністю (більше 2-добова) Trichoderma росте на середовищі з сіном. До 240   ч. культивування зростання на всіх середовищах припиняється, за винятком середи з листям.

Аналізуючи отримані дані, можна відзначити переваги досліджуваних штамів до того чи іншого джерела вуглецю. A . fumigatus предпочитает среду с листьями, A. flavus – среды с листьями и сеном, Alternaria , Cladosporium и Trichoderma – среду с корой, Penicillium – среды с листьями, камышом и опилками. Вид A. Fumigatus воліє середу з листям, A. flavus - середовища з листям і сіном, Alternaria, Cladosporium і Trichoderma - середовище з корою, Penicillium - середовища з листям, очеретом і тирсою.

Більшість вивчених штамів мали 2-добовими біоритмами. Необхідно відзначити, що штами з найбільшою тривалістю біоритмів (більш ніж друга діб) ростуть з невисокою швидкістю росту.

Висновки

1. A . fumigatus и A. flavus наблюдается на среде с листьями, Alternaria При визначенні здатності штамів використовувати природні рослинні матеріали в якості єдиного джерела вуглецю, виявлено, що найбільша швидкість росту A. Fumigatus і A. flavus спостерігається на середовищі з листям, Alternaria Cladosporium sp., Cladosporium Verticillium sp., Verticillium sp . – на средах с листьями и камышом, Trichoderma sp . – на средах с листьями и корой. sp. - на середовищі з корою, Penicillium sp. - на середовищах з листям і очеретом, Trichoderma sp. - на середовищах з листям і корою. sp . Тирса як єдине джерело вуглецю використовував тільки Penicillium sp. Мабуть це пояснюється тим, що досліджувані мікроміцети були виділені з різних місць існування.

Список літератури

1. Андреюк, Є.І. Мікробна корозія і її збудники [Текст] / Є.І. Андреюк, В.І. Білай, Е.З. Коваль, І.А. Козлова. - Київ: Наук. думка, 1980. - 286 с.; 22 см. - Бібліогр.: С. 156. - 200 екз.

2. Бабьева, Є.М. Порівняльно-екологічні дослідження мікроміцетів з грунтів віддалених географічних районів [Текст] / О.М. Бабьева / / Мікологія та фітопатологія. Сер. 17. - 1983. - № 2. - С. 452-453. - Бібліогр.: С. 452-453.

3. Бабьева, І.П. Біологія грунтів [Текст] / І.П. Бабьева, Г.М. Зеновія. - Москва: Вид-во московського ун-ту, 1989. - 336 с.; 25 см. - Бібліогр.: С. 178-179. - 700 екз.

4. Богомолова, Є.В. Морфологічні особливості мікроколоніальних грибів, ізольованих з поверхні каменю [Текст] / Є.В. Богомолова, М.С. Зеленська, Д.Ю. Сер. Власов / / Мікологія та фітопатологія. Сер. 35. - 2001. - № 3. - С. 6-13. - Бібліогр.: С. 17.

5. Білай, В.І. Аспергілли. Визначник [Текст]: навч. посібник для вузів / В.І. Білай, Е.З. Коваль: За ред. В.І. Білай. - Київ: Наукова Думка, 1988. - 203 с.; - Бібліогр.: С. 113-117. - 2700 екз.

6. Биоповреждения [Текст] / Под ред. В.Д. Іллічова. - М.: Изд-во Моск. ун-ту, 1987. - 352 с.; 24 см. - Бібліогр.: С. 207-208. - 200 екз. ISBN 5–02634–675–3. - ISBN 5-02634-675-3.

7. Градова, І.Б. Лабораторний практикум з загальної мікробіології [Текст] / І.Б. Градова. - Москва: Делі принт, 2001. - 237 с.; 25 см. - Бібліогр.: С. 145.

8. Долгова, А.В. Penicillium Зростання колоній Penicillium chrysogenum Thom. при постійних і змінних температурах [Текст] / А.В. Долгова, В.В. Сер. Зданович / / Мікологія та фітопатологія. Сер. 31. - 1997. - № 1. - С. 52-56. - Бібліогр.: С. 55.

9. Коваль, Е.З. Мікодеструктори промислових матеріалів [Текст] / Е.З. Коваль, Л.П. Сидоренко. - Київ: Наук. думка, 1989. - 192 с.; 22 см. - Бібліогр.: С. 135-136. - 300 екз. ISBN 5–015–02369–7. - ISBN 5-015-02369-7.

10. Ліллі, В. Фізіологія грибів [Текст] / В. Ліллі, Г. Барнетт. - Москва: Вид-во іноз. літератури, 1957. - 532 с.; 25 см. - Бібліогр.: С. 152, 174-184. - 2000 екз. ISBN 5–248–00487–4. - ISBN 5-248-00487-4.

11. Марьіновская, Ю.В. Мікробіологічна деструкція целлюлозосодержащіх відходів [Текст] / Ю.В. Марьіновская, М.М. Севастьянова / / Мікробіологія. - 2006. - № 3. - С. 75 - 81. - Бібліогр.: С. 78.

12. Методичний посібник: «Ідентифікація цвілевих грибів. Гіфоміцети »; сост. Єремєєва С.В. - Астрахань, 2007. - 76 с.; - Бібліогр.: С. 6. -

1. Мірчінк, Т.Г. Грунтова мікологія [Текст]: підручник / Т.Г. Мірчінк: - М.: Изд-во МГУ, 1988. - 220 с.; 22 см. - Бібліогр.: С. 154 -165. - 2940 екз. ISBN 5–211–00157–5. - ISBN 5-211-00157-5.

2. Мюллер, Е. Мікологія [Текст] / Е. Мюллер, В. Леффлер; переклад з німецької канд. біол. наук К.Л. Тарасова. - М.: Світ, 1993. - 535 с.; 25 см. - Бібліогр.: С. 90-94. - 2000 екз. ISBN 5–214–01254–7. - ISBN 5-214-01254-7.

3. Панікою, Н.С. Кінетика росту мікроорганізмів [Текст] / Н.С. Панікою. - М.: Наука, 1991. - 309 с.; 22 см. - Бібліогр.: С. 245. - 1500 екз. ISBN 3–271–00356–5. - ISBN 3-271-00356-5.

4. Практикум з мікробіології [Текст] / Под ред. А.І. Нетрусова. - М.: Академія, 2005. - 608 с.; 28 см. - Бібліогр.: С. 239-240. - 5100 екз. ISBN 5–7695–1809- X . - ISBN 5-7695-1809 - X.

5. Саттон, Д. Визначник патогенних і умовно патогенних грибів: Пер. з англ. [Текст]: навч. посібник для вузів / О. Саттон, А. Фотергілла, М. Рінальді; під заг. ред. Д.Г. Звягінцев. - М.: Світ, 2001. - 487 с.; 38 см. - Бібліогр.: С. 482-486. - 350 екз. ISBN 5–58974–358–1. - ISBN 5-58974-358-1.

6. Сичугова, О.В. Ріст і розвиток мікроміцетів на сополімери етилену і вінілацетату з добавками крохмалю [Текст] / О.В. Сичугова, М.М. Колесникова / / Вісн. Моск. ун-ту. Сер. 16. Біологія. - 2003. - № 4. - С. 27-31. - Бібліогр.: С. 28.

7. Підоплічко, Н.М. Грибна флора грубих кормів [Текст] / Н.М. Підоплічко. - Київ: Наук. думка, 1953. - 482 ​​с.; 21 см. - Бібліогр.: С. 246. - 700 екз.

8. Фомін, В.А. Біорозкладані полімери: стан та перспективи використання [Текст] / В.А. Фомін, В.В. Гузєєв / / Пластичні маси. - 2001. - № 2. - С. 42-46. - Бібліогр.: С. 42-43.

9. Шевцова, В.М. Verticillium [Текст] / В.М. Програми розвитку та можливий принцип їх генетичного контролю у мікроміцетів роду Verticillium [Текст] / В.М. Шевцова / / Мікологія та фітопатологія. - 1987. - № 21. - С. 73-81. - Бібліогр.: С. 76.

10. Booth, C. The genus Fusarium [Text] / Commonwealth mycological institute, - Kew. Surrey. - 1971. - P. 237.

11. Caputto, R. The enzymatic transformation of galactose into glucose derivatives [Text] / R. Capputo, LF Leloir, RE Trucco. - New York: Academic Press, 1949. - P. 497 - 498. - Bibliogr.: P. 498.

12. Ellis, MB Dematiaceous hyphomycetes. Commonwealth. Kew [Text] / MB Ellis. - New York: Academic Press, 1971. - 608 p.; 25 cm. - Bib.: P. 246. - 3000 copy.

13. Klich, M. A laboratoty quide to common Aspergillus species and their telemorphs [Text]. New South Wales. Australia. Commenwealth Scientific and industrial research organization, 1992. - P. 116.

14. Margolin, AS The effect of various carbohydrates upon the growth of some fungi. [Text] / AS Margolin. - West Virginia Universit y, 1942.

15. Nord, FF Resent progress in the biochemistry of Fusaria [Text] / FF Nord, RP Mull. - New York: Advances in Enzymol., 1945. - P. 165 - 205.