Еколого-фізіологічні особливості мікроскопічних грибів представників роду Aspergillus виділених

Встановлено, що гриби можуть розвиватися в дуже широких межах значень pH, тобто як в сильнокислому, так і в лужних грунтах. Однак у зв'язку з тим, що в кислих грунтах гриби схильні меншою конкуренції з боку бактерій, вони розвиваються там у більшій кількості, але більша розмаїтість видів спостерігається у лужних грунтах. У видовому складі грибів кислих і лужних грунтів існують помітні відмінності, хоча ряд видів може бути загальним. , Mortierella ramanniana , только в щелочных карбонатных почвах выделены Fusarium sambucinum , P . luteum , Thielavia Тільки в кислих піщаних підзолів Англії виділені Penicillium janthinellum, P. frequentans, Mortierella ramanniana, тільки в лужних карбонатних грунтах виділені Fusarium sambucinum, P. Luteum, Thielavia . sp. (Мірчінк, 1988).

З інших факторів на грибне населення грунтів значно впливають температурні коливання у верхніх шарах грунту. Більшість грибів - мезофіли, облігатні псіхрофіли описані тільки серед дріжджових грибів. Ставлення до температури визначає значною мірою місцепроживання багатьох видів мікроміцетів або частку їх популяцій в співтовариствах в різні періоди року (Звягінцев, 2005).

, обитающий как в умеренной зоне, так и далеко за ее пределами. До мезофіли відноситься гриб Penicillium frequenetes, що мешкає в помірній зоні, Cladosporium cladosporioi des, що мешкає як в помірній зоні, так і далеко за її межами. Однак популяції цього виду, що мешкають в різних зонах, мають різні температурні межі росту і проростання спор. enicillium , Fusarium , Mucor и многие другие. Мезофіли також можна вважати багато видів P enicillium, Fusarium, Mucor і багато інших.

, Talaromyces emersonii , Thermoascus aurantiacus , виды Humicola . До Термофіли відносяться багато організми, що виділяються з саморазогревающіхся торфів, такі, як Chaetomium thermophila, S porotrichum thermophila, Talaromyces emersonii, Thermoascus aurantiacus, види Humicola.

До Термофіли і термотолерантних форм належать багато видів Aspergillus. Так, популяція A. , выделенная из пустынных почв Туркмении, имеет границы роста от 20 до 47 ^○ C при оптимуме 37 ^○ С (Мирчинк, 1988). t erreus, виділена з пустельних грунтів Туркменії, має межі зростання від 20 до 47 ^○ C при оптимумі 37 ^○ С (Мірчінк, 1988).

Водні гриби. Велика за обсягом група грибів, пов'язана в своїх місцепроживання з водою. Серед них види - сапротрофи, що живуть на рослинних залишках, що потрапили у водне середовище, паразити водних тварин, водоростей, вищих водних рослин. Причому водні гриби відомі як у прісних, так і морських водоймах. До водних грибів відносяться, наприклад, сапролегніевие гриби, а також з багатьох таксономічних груп.

Серед грибів, що мешкають у водних екосистемах, виділяють дві великі категорії: постійні мешканці водного середовища і іммігранти, які у водоймах періодично, з приуроченість до певних сезонах або без такої.

Гриби першої групи (зооспоровие, водні гіфоміцети) весь життєвий цикл проводять у воді і грають істотну роль у трофічних мережах водойм. Гриби другої групи - теригенні - неоднорідні за своєю пристосованості до існування у водному середовищі, серед них є неактивні форми, з часом зникають, і активні (Терехова, 2007).

У результаті багаторічних мікологічних досліджень водних екосистем І.А. Дудка (1985) запропонувала розділяти водні гриби на види-резиденти, складові активне ядро гідромікобіоти, що визначає участь у функціонуванні гетеротрофного блоку біогідроценоза, і транзитні види.

На формування складу мікобіоти у водних екосистемах впливають ступінь трофності середовища проживання, весь комплекс продукційно-біологічних процесів, особливості гідродинаміки і гідрохімії, наявність відповідних організмів-господарів для паразитуючих і субстратів для сапротрофних видів.

Наявність у багатьох мікроміцетів, постійно виділяються з водойм, здатності утворювати широкий спектр позаклітинних ферментів, свідчить про можливість активно брати участь в деструкції органічного матеріалу у водному середовищі. , 1988). Так, серед виділених із зануреною у воду деревини та листя грибів 18 видів були активними продуцентами амілази, ксиланазу, целюлази, протеази, пероксидази і ліпази; 5 видів розкладали хітин, 8 - виділяли тирозиназу і лаккази (Parton, 1988). , Aspergillus Відзначають високу целюлозолітичної активність у штамів видів Trichoderma, Aspergillus и Penicillium niger і Penicillium , выделенных из водных местообитаний ( Hopper , 1995). miszynsky, виділених з водних середовищ існування (Hopper, 1995).

Мікроскопічні гриби можуть прямо або опосередковано впливати на активність і розвиток інших гідробіонтів. Шляхи впливу можуть бути різними - від прямого паразитування до опосередкованого впливу через зміни середовища проживання, шляхом виділення біологічно активних метаболітів. Серед грибних екзометаболітів відомо велика кількість токсичних компонентів.

Г. Нейш і Г. Хьюз (1984) відзначали на рибі Fusarium , Phoma herbarum . culmorum, Phoma herbarum. , Fusarium , Mortierella , Mucor , Penicillium , Phoma , Trichoderma . Л. Воронін (1987) повідомляє про високу частоту зустрічальності на тілі мікроміцетів з родів Cladosporium, Fusarium, Mortierella, Mucor, Penicillium, Phoma, Trichoderma.

Таким чином, багато видів теригенних мікроміцетів тривало і активно розвиваються у воді, утворюють спороношення, включаються в харчові ланцюги водних екосистем, беручи участь в деструкції органічного матеріалу у воді і донних відкладах.

При вивченні процесів мікробіологічної деструкції речовин у водоймах поряд з бактеріями повинен враховуватися внесок водних грибів: запаси грибної біомаси значимі, а висока частота зустрічальності, ферментативна та антибіотична активність мікроскопічних грибів дають підстави судити про гриби як важливому елементі водних екосистем, здатному змінювати навколишнє середовище (Терехова , 2007).

Процес формування нових еколого-трофічних груп грибів триває і в даний час. Виникають у процесі діяльності людини нові матеріали (скло, пластмаси, папір, різні, складні за складом промислові матеріали, нафтопродукти і так далі), призводять до того, що гриби адаптуються до цих специфічним субстратів, освоюють їх і, таким чином, формують нові еколого -трофічні групи (Гарібова, 2005).

1.2 Вплив екологічних умов на ріст мікроміцетів

1.2.1 Особливості росту мікроскопічних грибів у стандартних умовах культивування

А.Є. Іванової (1999) було досліджено формування мікроколоній з двох типів колонієутворюючих одиниць (при розмноженні суперечками і фрагментами міцелію) в стандартних для грунтово-мікробіологічних аналізів умовах - на середовищі Чапека при 25 ^○ С після збовтування на гойдалці.

Було встановлено, що в залежності від виду гриба і типу КУО наявність і величина лаг-фази можуть відрізнятися. Так, у гриба M ucor длительность лаг-фазы при росте мицелия из фрагментов гиф разной длины была меньше, чем при росте из спор. hiemalis тривалість лаг-фази при зростанні міцелію з фрагментів гіф різної довжини була меншою, ніж при зростанні з суперечка. а и P enicillium spinulosum лаг-фаза в данных условиях вовсе не наблюдалось. А при зростанні міцелію з фрагментів гіф Alternaria alternat а й P enicillium spinulosum лаг-фаза в даних умовах зовсім не спостерігалося. . alternat а лаг-фаза тоже не отмечена, а прорастание спор P. spinulosum наступало лишь через определенный интервал времени. У той же час при проростанні спор A. Alternat а лаг-фаза теж не відзначена, а проростання суперечка P. spinulosum наставало лише через певний інтервал часу.

Тривалість експоненційної фази була коротшою при розвитку грибних мікроколоній з фрагментів міцелію, ніж з суперечка. Чим більше була початкова величина зростаючих фрагментів, тим коротше були терміни проходження експоненціональной фази зростання. и P. spinulosum была меньше, чем при развитии из спор. Питома швидкість росту в експоненціональной фазі при розвитку міцелію з фрагментів гіф M. hiemalis і P. spinulosum була меншою, ніж при розвитку з суперечка. Для цих видів характерні дрібні суперечки, а фрагменти мають у кілька разів більший первинний об'єм гіф. . alternat а скорости экспоненциального роста мицелия из разных КОЕ существенно не отличались, возможно, благодаря малой разнице в размерах конидий A . alternat а (d=10–30 мкм) и жизнеспособных мелких фрагментов. При формуванні мікроколоній A. Alternat а швидкості експоненціального зростання міцелію з різних КУО суттєво не відрізнялися, можливо, завдяки малій різниці в розмірах конідій A. Alternat а (d = 10-30 мкм) і життєздатних дрібних фрагментів.

Галуження міцелію, що росте з різних КУО, на перших етапах формування грибних мікроколоній також може відрізнятися. У експоненційної фазі росту в мікроколонія, що ростуть з суперечка, одиниця гіфального зростання (ЄДР) часто була вище (тобто розгалуження рідше), ніж у мікроколонія, що ростуть з фрагментів гіф.

Лінійний ріст при розвитку колоній з фрагментів гіф наступав раніше. Далі в цій фазі швидкості міцелію з фрагментів гіф і спор грибів не розрізнялися; величина ЄДР стабілізувалася і не залежала від типу вихідних КУО. Тобто, в лінійній фазі росту всі відмінності між мікроколоніямі, сформованими з різних КУО, нівелювалися (Іванова, 1999).

Особливий інтерес заслуговує характер ритмічних коливань зростання досліджуваних культур.

Біологічні ритми притаманні всім рівням живої матерії - від молекулярних та субклітинних структур до біосфери, що забезпечує єдність живої і неживої природи. Всі вони відображають процеси регулювання функцій організму (Романов, 1980).

Біохімічний механізм циркадних ритмів вплутують з обміном нуклеїнових кислот (Шаркова, 1971). Наявні дані вказують на те, що з посиленням ритму ініціюється обмін РНК. Біоритми мітоспорових грибів відображають необмежено відновлюваний адаптивний онтогенез, що формується на основі сигналів навколишнього середовища, генетичний механізм якого базується на високій здатності грибів до формування багатоядерності і ядерного дуалізму (Беккер, 1983).

Характер і тривалість ростових ритмів, так само як і радіальна швидкість росту, залежать від систематичного положення гриба, його віку (віку культури), концентрації в середовищі основних джерел живлення і енергії, а також інших екологічних чинників (Романов, 1980; Бухало, 1988) .

1.2.2 Вплив екологічних умов на життєздатність міцелію мікроскопічних грибів

Було проведено дослідження А.Є. Іванової (1999) з метою визначення життєздатності грибного міцелію різної довжини в різних екологічних умовах середовища. Так, збільшення концентрації органічної речовини (сахарози) в інтервалі 0-20 р. / л було сприятливо для фрагментів M ucor , способность к росту у которых возрастала. hiemalis, здатність до росту в яких зростала. . Висока концентрація сахарози (100 р. / л), навпаки, пригнічувала ріст крупних фрагментів M. hiemalis. enicillium spinulosum больше при низких концентрациях сахарозы, а ее высокое содержание подавляет рост мелких (30–60 мкм) фрагментов. Число життєздатних фрагментів міцелію різної довжини P enicillium spinulosum більше при низьких концентраціях сахарози, а її високий вміст пригнічує ріст дрібних (30-60 мкм) фрагментів. а , а жизнеспособность крупных фрагментов гиф (> 130 мкм, или > 9 клеток) не изменялась. При високому вмісті сахарози збільшується частка зростаючих після збовтування на гойдалці коротких фрагментів (20-100 мкм, або 3-6 клітин) Alternaria alternat а, а життєздатність великих фрагментів гіф (> 130 мкм, або> 9 клітин) не змінювалась. . alternat а любой длины. Однак, після обробки ультразвуком високий рівень сахарози (100 р. / л) придушував зростання фрагментів A. Alternat а будь-якої довжини.

) было отмечено значительное снижение способности к росту. При низьких температурах у всіх досліджених видів грибів (Alternaria alternata, Mucor hiemalis, Penicillium s pinulosum) було відзначено значне зниження здатності до росту. . spinulosum , для которого 4 ^○ С – это нижний температурный предел роста: при 4 ^○ С даже крупные фрагменты практически не растут. Найбільш чутливим виявився вид P. Spinulosum, для якого 4 ^○ С - це нижній температурний межа зростання: при 4 ^○ С навіть великі фрагменти практично не ростуть. Дрібні фрагменти M. hiemalis теж втрачали здатність до зростання при 4 ^○ С. . alternat а . У кілька (4-6) разів зменшувалася життєздатність фрагментів A. Alternat а.

отмечалась при 25, 30 ^○ С. Максимальна здатність до зростання дрібних фрагментів M. hiemalis відзначалася при 25, 30 ^○ С. . alternat а практически не изменялась при 20, 25, 30 ^○ С. Життєздатність фрагментів A. Alternat а практично не змінювалася при 20, 25, 30 ^○ С. наибольшую способность к росту проявляли при 20 ^○ С, при увеличении температуры до 30 ^○ С их жизнеспособность снижалась. Дрібні і великі фрагменти P. s pinulosum найбільшу здатність до зростання виявляли при 20 ^○ С, при збільшенні температури до 30 ^○ З їх життєздатність знижувалася.

и A . alternat а . Зміна кислотності середовища не робило істотного впливу на життєздатність фрагментів M. hiemalis і A. Alternat а. было наибольшим в нейтральных условиях среды, уменьшение pH от 7,0 до 3,5 приводило к снижению жизнеспособности всех фрагментов P. spinulosum , а мелкие фрагменты в кислых условиях не росли вовсе. Число здатних до росту фрагментів P. spinulosum було найбільшим в нейтральних умовах середовища, зменшення pH від 7,0 до 3,5 призводило до зниження життєздатності всіх фрагментів P. spinulosum, а дрібні фрагменти в кислих умовах не росли зовсім. Зі збільшенням кислотності спостерігається пригнічення росту фрагментів міцелію. У варіанті з максимальною кислотністю середовища (pH 3,0) зростання коротких (20-50 мкм) і середньої довжини (51-100 мкм) фрагментів відсутній практично повністю. Найбільш стабільний і збалансоване зростання фрагментів різної довжини наголошується у варіантах з нейтральною і слабощелочной реакцією середовища - 7,0 і 8,0 pH. При цьому активне зростання спостерігається і у коротких, і у довгих фрагментів (Григор'єв, 2004).

. Забруднення зростаючими дозами важкого металу - кадмію справляло негативний вплив на здатність до зростання всіх фрагментів P. spinulosum. . alternat а и малых (85 – 140 мкм) фрагментов M. hiemalis (Иванова, 1999). Навпаки, присутність кадмію викликало підвищення життєздатності фрагментів різної довжини міцелію A. Alternat а і малих (85 - 140 мкм) фрагментів M. hiemalis (Іванова, 1999).

1.3 Особливості використання мікроскопічними грибами джерел вуглецю

1.3.1 Розкладання легкозасвоюваних органічних речовин

Найважливіша, швидше за все засвоюваних їжа цвілевих грибів складається з моносахаридів та інших низькомолекулярних водорозчинних сполук вуглецю, які можуть безпосередньо поглинатися протопластом. Майже всі організми асимілюють прості цукру та аналогічні їм молекули однаково, проте гриби, конкуруючи за ці поживні речовини, мають деякими істотними перевагами. Зачатки «цукрових грибів» присутні практично всюди. Як тільки який-небудь живий чи мертвий органічний субстрат грунтовно зволожується, виникає водний розчин, який містить принаймні сліди поживних речовин. Негайно ж там розвиваються талломи «підхожі» грибів, швидко утворюються їхні нові вегетативні одиниці, і стрімко розмножується популяція повністю бере на себе використання даного джерела їжі. За подібні субстрати з грибами конкурують бактерії; чи отримає перевагу хтось із них або вони будуть співіснувати щодо «рівноправно», залежить від обставин, і загального правила тут вивести неможливо.

У відсутність джерел азоту деякі гриби окислюють глюкозу до глюконової кислоти. падает ниже 2,0, и обычные бактерии уже не могут размножаться, однако сами грибы при последующем поступлении азота способны утилизовать глюконовую кислоту. При цьому pH падає нижче 2,0, і звичайні бактерії вже не можуть розмножуватися, однак самі гриби при подальшому надходженні азоту здатні утилізувати глюконова кислоту. Прикладів, що пояснюють перевагу грибів над бактеріями особливостями первинного обміну речовин, небагато. Що стосується перетворень низькомолекулярних органічних сполук, для грибів специфічні певні шляхи розкладання цукрів.

Розкладання цукрів. У клітку часто проникають моносахариди - продукти позаклітинного розкладання полісахаридів; ді-і олігосахариди також поглинаються з навколишнього середовища і включаються в метаболізм. Необхідні для цього ферменти або широко поширені (мальтоза, сахароза і так далі), або виявлені у більш-менш багатьох представників грибів (Lodder, 1970; Barnett, 1979).

Найбільш звичайний джерело вуглецю - глюкоза. Повне розкладання одного її благаючи дає 675 ккал енергії. Інші гексози (глюкоза - не обов'язково) включаються в універсальний процес розкладання тільки після фосфорилювання; цим же шляхом ідуть продукти розщеплення позаклітинних полісахаридів, запасних і входять до складу клітинної стінки макромолекул.

Перша реакція розкладання гексоз протікає з використанням енергії за загальною формулою:

Гексози + АТФ → Гексозофосфат + АДФ.

При цьому з участю ферменту гексокінази з глюкози, фруктози і маніту виникають відповідні гексозо-6-фосфати, а з галактози під дією галактокінази - галактозо-1-фосфат, який потім ізомеризується. Розкладання цукрів протікає в грибний клітці наступними основними шляхами.

Фруктозодіфосфатний шлях (ФДФ, гліколіз, шлях Ембдена-Мейргофа-Парнаса) може вести до повного окислювання, неповністю окисленим кінцевим продуктам або відгалужується в бік утворення сировини для біосинтезу. Гліколітичні реакції в клітині починаються з фосфорилювання глюкози (у формі фосфатів цукру понад рекціонноспособни). При трансформації глюкози в пировиноградную кислоту по шляху Ембдена-Мейргофа-Парнаса виділяється вільна енергія, достатня для утворення чотирьох молекул АТФ. Однак дві з них потрібні для перетворення глюкози в фруктозо - 1,6-дифосфат, і тільки дві молекули АТФ залишаються для процесів синтезу.

Пентозофосфатний шлях (ПФ) або поставляє проміжні продукти для подальшого біосинтезу, у тому числі нуклеотидів, або продовжується за типом ФДФ.

При розкладанні через 2-кето-3-дезокси-6-фосфоглюконовую кислоту (КДФГ, шлях Ентнера-Дудорова = ЕД) продукти розщеплення КДФГ, що утворюється шляхом дегідратації 6-фосфоглюконовой кислоти (гліцеральдегідфосфат, піровиноградна кислота; швидко і безпосередньо потрапляють в систему гліколізу) .

За допомогою глюкооксідази (ГО) деякі види Aspergillus і Penicillium окислюють безпосередньо глюкозу до глюконової кислоти, яка виділяється в середу або включається до ПФ; виникає при цьому отруйна для всіх організмів перекис водню ферментативно руйнується.

У гліоксілатном циклі (ГЦ) - побічну шляху циклу лимонної кислоти (ЦЛК) - ізолімонная кислота, що виникає з ацетил - коферменту А і щавелевоуксусной кислоти, перетворюється в янтарну і гліоксіловую кислоти; остання, реагуючи з ацетил - коферментом А, дає яблучну кислоту, що дозволяє тривати ЦЛК. – кетоглутаровой кислоты для синтеза аминокислот, тогда глиоксилатный путь заменяет отсутствующие промежуточные звенья (реакции пополнения, анаплеротические последовательности). Недолік субстрату для ЦЛК може виникати, наприклад, з-за витрачання α - кетоглутарової кислоти для синтезу амінокислот, тоді гліоксілатний шлях замінює відсутні проміжні ланки (реакції поповнення, анаплеротіческіе послідовності). Глюкоза і продукти її розкладання стимулюють нормальний перебіг ЦЛК і пригнічують ГЦ, який може активуватися присутністю в середовищі ацетату або гліцину.

Повне окислення. За допомогою дихальних ферментів процес з'єднання водню з киснем, що дає енергію майже всім організмам, підрозділяється на дрібні етапи з незначними відмінностями в енерговміст вихідних речовин і продуктів («біологічний вибух гримучого газу»). У ході цих окремих реакцій, зокрема, регенерується АТФ. Ферментні системи різних організмів, незважаючи на істотні спільні риси неоднакові. s отмечен цитохром, не отравляемый цианидом – (аналогичный В-цитохрому растений). Так, у оомицетов відсутня цитохром З _1, властивий грибам і рослинам, а в одного з представників роду Aspergill u s відзначений цитохром, не отруює ціанідом - (аналогічний По-цитохрому рослин).

Доступність і використання різних шляхів розкладання вуглеводів. Те, який шлях задіяний, залежить від організму, середовища та стану клітини, наприклад від активності її ферментів. Для визначення цього кількісно оцінюють перетворення субстрату відповідними ключовими ферментами.

Поліоли. Багатоатомні спирти (поліоли), наприклад маніт, рібіт, гліцерин, - результат окислення глюкозо-фосфату або відповідних попередників, конкурентного глюконеогенезу, спиртовому бродінню або повного окислювання в ЦЛК, а також синтезу макромолекул або іншим реакцій з використанням АТФ і відновленням НАДФ. Можливо, поліоли разом з трегалози служать у грибів формою транспорту вуглецю в гіфах; вони здатні регулювати відновну силу, енергопостачання, осмотичні умови, зміст запасних речовин і зростання. Деякі автори вважають складу поліолів у грибів важливим таксономічним ознакою: у хітрідіоміцетов, аскоміцетів, базидіоміцетів і дейтероміцетів переважає маніт, у зигомицетов його немає або ж він не належить до головних компонентів; в цілому у грибоподібних протистов поліолів менше, ніж у справжніх грибів. Поряд з такими найбільш частими багатоатомними спиртами, як гліцерин (майже у всіх) і манить (у всіх грибів, окрім низки зигомицетов), виявлені також Еритреї, рібіт і араби, відомі і у водоростей. ) зависит от питания (рост при потреблении рибозы). Концентрація рібіт у Mucorales (Zygomycetes) залежить від харчування (ріст при споживанні рибози). Араби в крові людини вказує на грибну інфекцію (наприклад, ураження Candida albicans); у здорових людей він відсутній. Тут також виділяються ооміцети, у яких не виявлено жодних поліолів; деякі інші групи нижчих грибів (грибоподібних протистов) до цих пір вивчені в цьому плані недостатньо (Мюллер, 1995).

1.3.2 Розкладання трудноразлагаемих речовин

Пліснява як джерело вуглецю можуть використовувати такі трудноразлагаемие речовини, як целюлоза, крохмаль, лігнін, пектинові речовини, нафта, пестициди.

Розкладання целюлози. Основними джерелами целюлози для грибів у природних умовах служать деревина і різні рослинні залишки. , Coriolus , Eupenicillium , Fusarium , Penicillium , Sporotrichum , Trichoderma , Verticillium . Серед мікроскопічних грибів, що розкладають целюлозу відомі представники наступних пологів: Aspergillus, Coriolus, Eupenicillium, Fusarium, Penicillium, Sporotrichum, Trichoderma, Verticillium. Але тільки деякі з них продукують повні позаклітинні целлюлолитической системи (ендо-і екзоглюканази β-глюкозидази). Серед них Trichoderma viride, T. reesei, T. Для культуральной жидкости большинства других грибов этой группы характерно отсутствие экзоглюканазы, то есть эти грибы могут деградировать более аморфные формы целлюлозы. koningii, Penicillium funiculosum, Fusarium solani. Для культуральної рідини більшості інших грибів цієї групи характерна відсутність екзоглюканази, тобто ці гриби можуть деградувати більш аморфні форми целюлози.

Деградація високоупорядоченной форми целюлози здійснюється завдяки синергічного дії комплексу целлюлолитической ферментів. При будь-якій комбінації екзо-і ендоглюканаз Trichoderma , Fusarium koningii, Fusarium , Penicillium solani, Penicillium і отмечается выраженный синергизм. Funiculosum відзначається виражений синергізм. Однак синергізм між екзоглюканазамі цих грибів та ендоглюканазамі грибів, не продукують екзоглюканазу (Myrothecium ), не выявлен. verrucaria), не виявлено. Немає також синергізму між екзоглюканазамі грибів та ендоглюканазамі рубцевих бактерій. Останнє вказує на істотні відмінності целлюлолитической систем грибів і бактерій (Марьіновская, 2006).

-глюкозы. Целюлоза є лінійним полімером d-глюкози. Залишки глюкози в молекулі клітковини, як і в молекулі целлобіози пов'язані β-глікозидного зв'язком. Тому клітковину можна розглядати як полімер целлобіози. Нормен і Фуллер (1942) вважають, що більшість грибів здатне засвоювати клітковину. Незважаючи на те, що використання клітковини грибами має велике значення в кругообігу речовин у природі, процес цей вивчений далеко не повно.

Зазвичай вважають, що першим етапом використання целюлози грибами є її гідроліз. -глюкоза. Гідроліз целюлози можна схематично представити наступним чином: целюлоза → целлодекстріни → целлотетроза → целлобіоза → d-глюкоза. Відомий штам Aspergillus oryzae, що виділяє целюлазу і целлобіозу (Ліллі, 1957).

Розкладання крохмалю. -глюкозы. Як і целюлоза, крохмаль є полімером d-глюкози. Залишки глюкози в його молекулі з'єднані між собою α-глікозидного зв'язком, тому основною структурною одиницею молекули крохмалю, як і молекули глікогену, слід вважати мальтозу. Зелені рослини синтезують крохмаль, тварини та гриби утворюють глікоген. -глюкоза. Ферментативний гідроліз крохмалю може бути схематично представлений наступним чином: крохмаль → декстрини → мальтоза → d-глюкоза. Декстрини, що мають розгалужену вуглецеву ланцюжок, лише частково гідролізуються амілазою. Декстрини з неразветвленной вуглецевої ланцюжком повністю перетворюються в мальтозу (Мірчінк, 1988).

Крохмаль не розчиняється у воді. Лише гриби, що утворюють амілазу, мають здатність засвоювати крохмаль. Існує чимало грибів, нездатних розвиватися на середовищах з крохмалем, проте більшість з них може засвоювати цей полісахарид. Було встановлено, що 26 різних вивчених видів і штамів оомицетов з числа сапролегніевих засвоювали як крохмаль, так і продукти його гідролізу (декстрини, мальтозу і глюкозу), але не були здатні асимілювати 13 інших джерел вуглецю, включаючи сюди і фруктозу. Пізніше А.С. Марголін (1942) показав, що 19 з 21 виду грибів, засвоюють мальтозу, володіли також здатністю використовувати і декстрин (Ліллі, 1957).

Розкладання пектинових речовин. Серед грибів є активні разлагателі пектину, який є суттєвим компонентом рослинного опаду. Пектин утворить у рослинах міжклітинну речовину, з якої складаються так звані серединні пластинки, які з'єднують між собою окремі клітини рослини. Вони надають тканинам міцність. Пектин є високомолекулярна сполука вуглеводної природи - полісахарид, в якому метоксілірованние залишки галактуроновой кислоти пов'язані між собою β -1,4-глюкозидним зв'язками.

Багато гриби утворюють пектинолитические ферменти. Висока пектинолитические активність виявлена ​​у деяких епіфітних грибів, головним чином Aureobasidium pullulans і видів Cladosporium. , Penicillium , фитопатогенные грибы родов Fusarium , Verticillium , Botrytis Пектинолитические гриби займають значне місце серед типових представників лісової підстилки - це види родів Cladosporium, Alternaria, A posphaeria, Penicillium, фітопатогенні гриби родів Fusarium, Verticillium, Botrytis , Sclerotinia cinerea, Sclerotinia . sclerotiorum.

Ферментативне руйнування пектинових речовин у рослинах має значення в патогенезі деяких захворювань. Фітопатогенні гриби руйнують пектин серединної пластинкою і пектати у первинних клітинних оболонках, що призводить до зміни їх фізико-хімічних властивостей і створює умови для впровадження паразита, а також у результаті дії пектінестерази утворюються речовини - полігалактуроніди, здатні закупорювати судини, що в кінцевому підсумку призводить до в'янення рослин.

Істотне значення руйнування пектинових речовин грибами має при розкладанні рослинного опаду. Практичне використання пектіназ грибів - застосування в харчовій промисловості при приготуванні фруктових соків для їх освітлення, а також при мочці льону (Мірчінк, 1988).

Беручи участь в розкладанні багатьох вуглецевмісних речовин рослинного опаду і деревини в першу чергу трудноразлагаемих полімерних сполук, де грибів належить провідна роль, вони займають значне місце у кругообігу вуглецю, будучи постачальниками СО ₂ в атмосферу.

Серед грибів є організми, які розкладають жири і воску, що входять до складу рослинних і тваринних тканин. Це визначається наявністю у них ферментів ліпаз. , Rhizopus nigricans , Aspergillus niger , Penicillium verrusum , Penicillium roquefortii . Найбільшою активністю ліполітичних ферментів мають види Mucor lipolyt icus, Rhizopus nigricans, Aspergillus niger, Penicillium verrusum, Penicillium roquefortii. Багато виділені з поверхні рослин, будучи епіфітами і здатні розкладати також воскові нальоти на поверхні рослин.

Відома також здатність грибів розкладати як аліфатичні, так і ароматичні вуглеводні. (Мирчинк, 1988). У цьому відношенні найбільшою активністю характеризуються гриби роду Aspergillus (Мірчінк, 1988).

Руйнування грибами нафтопродуктів. В останні десятиліття у зв'язку з відродився інтересом до процесів мікробного перетворення вуглеводнів були виявлені міцеліальні гриби, діяльність яких призводить до деструкції нафти та її похідних. В даний час доведено, що утилізувати нафтопродукти, в тому числі різні палива, під час зберігання і транспортування здатні багато видів грибів і бактерій (Андреюк, 1980).

Нафтопродукти як середовище проживання грибів характеризуються рядом особливостей: 1) містять велику кількість порівняно доступного вуглецю і мінімальне - азоту при майже недоступному просторовому розташуванні його в молекулі, 2) у них майже відсутня доступна активна вода. Це робить істотний вплив на синтез de novo грибної клітини.

Питання необхідного співвідношення C: N у грибів при зростанні на нафтопродуктах в біохімічному аспекті досліджено ще мало і рівень цих даних вже не відповідає сучасним уявленням про можливості грибної клітини. Очевидно, тут має місце не тільки типовий гетеротрофний процес, але також певне подобу хемотрофи і автотрофи, причому стадії росту відрізняються і специфічні по здатності до різних типів трофіки. Особливо це проявляється в період формування репродуктивних структур (Ніязова, 1982; Бабьева, 1983). Специфікою росту грибів на нафтопродуктах є їх здатність розповсюджуватися на поверхні, то є можливість використовувати при цьому активну воду з повітря, а також рости в товщі нафтопродуктів, тобто обмежувати свої потреби у воді за рахунок активної води самих нафтопродуктів (Євдокимова 1982).

Зростання грибів (кладоспоріев, пеніцілліев, аспергиллов і деяких інших видів і штамів) у різних нафтопродуктах характеризується різним типом розміщення міцеліальних плівки. Найбільш типовий - на розділі фаз, проте найчастіше спостерігається ще й глибинний зростання, при якому розвивається не лише в товщі рідини - до 20 см. Причому цікаво, що зростання цих штамів при певному співвідношенні нафтопродуктів і води мало залежить від висоти шарів суміші, а також повітря у надсубстратном просторі. Це свідчить про велику можливості міцеліальних грибів витримувати жорсткі умови і пристосовуватися до споживання необхідних для метаболізму речовин не зовсім звичайними біохімічними і фізіологічними шляхами.

В даний час встановлено, що здатність окислювати вуглеводні нафти не є специфічною рисою окремих видів грибів. Це не рідкісна їх особливість, а одна з фізіологічних функцій. Однак, незважаючи на велику схожість хімічних і фізичних властивостей фракцій нафтопродуктів, у більшості видів грибів чітко проявляється виборче відношення до їх утилізації (Бабьева, 1983).

Руйнування полімерних матеріалів. Синтез полімерів та створення на їх основі матеріалів, що володіють підвищеною стійкістю до факторів навколишнього середовища і впливу різних організмів, привів до загострення екологічної обстановки через накопичення великих обсягів відходів, що містять ці сполуки в різних галузях промисловості. В останні десятиліття у багатьох країнах приділяється велика увага створенню полімерних матеріалів та їх модифікацій, утилізація яких можлива під впливом мікробіоти. Як добавки до пластифікаторів дослідники використовують природні компоненти такі, як крохмаль, похідні целюлози, протеїн, хітозан і так далі. На основі цих композитних полімерів ряд фірм випускає пластики для виробництва виробів разового користування, упаковки харчових продуктів, плоских плівок і так далі, які мають здатність до біодеградації при компостуванні і так далі (Власова, 2001; Фомін, 2001). Склад мікроорганізмів, контамінуючі техногенні матеріали і здатних викликати їх біодеградацію, дуже різноманітний як в таксономічному відношенні, так і за їх фізіолого-біохімічної активності. Серед них провідне місце займають представники дейтероміцетів, здатні розвиватися на великому сортименті матеріалів, що містять сполуки як природного походження, так і штучного синтезу (биоповреждения, 1987; Коваль, 1989).

Було проведено дослідження О.В. Сичугова з співавторами (2003) з метою вивчення можливості росту і розвитку видів мікроміцетів на композиції плівкового сополімеру етилену та вінілацетату з термопластичних крохмалем.

У процесі даного дослідження оцінка можливості споживання різних форм крохмалю тест - культурами показала, що вони здатні утилізувати дане джерело вуглецевого живлення. Проте динаміка зростання видів на різних середовищах при однакових умовах інкубації, при одній і тій же навішуванні крохмалю не однакова, що особливо чітко проявляється на 4-10-а доба. Виявляється і деяка різниця в темпі росту видів грибів на нативному і розчинній крохмалі різного походження, а також на середовищах Чапека і Гетченсона, взятих в якості контролю (Сичугова, 2003).

Зміни морфологічних ознак і утворення нових структур у тест - культур на модифікованих середовищах при заміні сахарози на крохмаль і зростанні на полімері не відзначаються, і вони співвідносяться з параметрами, наведеними у визначниках (Підоплічко, 1953; Ellis, 1971; Watanabe, 2000). Відмінності виявлені у них тільки в темпах формування морфологічних структур. Хоча в літературі і наведені дані про вплив субстрату на появу нових морфологічних структур у грибів (Богомолова, 2001), проте, найімовірніше, онтогенез та темпи розвитку визначаються геномом виду, реалізація програми якого залежить від впливу різних факторів (Шевцова, 1987; Долгова, 1997).

, Paecilomyces variotii , Penicillium funiculosum , Chaetomium globosum , Trichoderma viride . На поверхні плівки, що містить термопластичний крохмаль фіксуються сформовані пучки конидиеносцев Aspergillus niger, Paecilomyces variotii, Penicillium funiculosum, Chaetomium globosum, Trichoderma viride. Інші види із взятого набору тест-культур не ростуть на даному субстраті або формують слабке спороношення і в більш пізні терміни.

Зростання міцелію і формування спороношення на композиції плівкового сополимера дає підставу припускати участь деяких видів грибів у біодеструкції полімеру з кополімерів етилену і вінілацетату (СЕВА) з додаванням термопластичного крохмалю (ТПК). Це дає можливість при подальших пересіву на сумішах СЕВА і ТПК відібрати найбільш активні види та їх штами для розробки біотехнології з його утилізації (Сичугова, 2003).

Таким чином, мікроскопічні гриби можуть використовувати в якості джерел вуглецю різноманітні органічні речовини, тим самим будучи важливими деструкторами різних природних матеріалів: целюлози, крохмалю, лігніну, геміцелюлози, жирів, вуглеводнів, а також синтетичних матеріалів, таких як пластики, плівки, упаковки харчових продуктів і так далі.

2. Об'єкти і методи досліджень

2.1 Об'єкти досліджень

, A . ustus , A . terreus , A . flavus , A . fumigatus . В якості об'єктів дослідження були обрані різні види мікроскопічних грибів роду Aspergillus: A. niger, A. Ustus, A. Terreus, A. Flavus, A. Fumigatus. Культури були взяті з колекції культур мікроорганізмів кафедри «Прикладна біологія та мікробіологія» АГТУ. Дані види мікроміцетів були виділені з основних типів грунтів Астраханській області.

Як джерело вуглецю були обрані з легкозасвоюваних - цукру: сахароза, арабіноза, ксилоза, галактоза, лактоза та мальтоза; багатоатомні спирти: гліцерин, сорбіт, маніт; а також з полісахаридів - крохмаль. Всі ці джерела були взяті з колекції хімічних реактивів кафедри. З трудноразлагаемих джерел вуглецю були використані: нафта, целюлоза, гербіцид і пестицид. Целюлозу додавали в середовище у вигляді дрібно нарізаною фільтрувального паперу. Для визначення здатності мікроскопічних грибів роду Aspergillus використовувати в якості єдиного джерела вуглецю гербіциди в даній роботі використовували гербіцид «Піріміфос-метил» або О, О-диметил-О - (2-діетиламіно-6-метілпіріміділ-4) тіофосфат - це рідина солом'яного кольору , практично не розчинний у воді, добре розчинний у багатьох органічних розчинниках, нестійкий в кислому і лужному середовищах, є ефективним засобом для боротьби з багатьма комахами і кліщами. Для визначення здатності мікроміцетів роду Aspergillus використовувати пестициди в якості джерела вуглецю застосовували дуст. Цукру, крохмаль і багатоатомні спирти додавалися в середовища в кількості 30 р. / л, нафта - 30 мл / л, целюлоза - 10 р. / л, гербіцид - 0,25 мл / л і пестицид - 0,001 р. / л.

2.2 Принципи складання поживних середовищ для грибів. Основні принципи композиції середовищ

При складанні поживних середовищ для грибів зазвичай користуються результатами попередніх досліджень щодо з'ясування значення для росту і розвитку досліджуваного об'єкта концентрації окремих компонентів (джерел вуглецю, азоту, зольних речовин і вітамінів).

Основними правилами, яких дотримуються при складанні середовищ, що сприяють росту грибів, є наступні:

1. доцільно застосовувати окремі джерела вуглецю і азоту;

2. концентрація речовини, що служить джерелом азотного живлення, повинна сильно поступатися концентрації речовини - джерела вуглецю (приблизно в 10 - 15 разів).

Хоча середовища натурального походження більш сприятливі для зростання більшості грибів, однак при фізіологічних експериментах з вивчення розвитку та обміну у грибів використовувати їх небажано, тому що їх склад непостійний. Для цих експериментів зазвичай використовуються синтетичні середовища. Однією з перших синтетичних середовищ для грибів (культур видів аспергиллов і пеніціллов) була середа Роллена наступного складу (г / л):

сахароза - 72 (близько 5%);

винна кислота - 4 (для підкислення середовища);

фосфорнокислий амоній - 4;

вуглекислий калій - 0,6;

сірчанокислий амоній - 0,25;

сірчанокислий цинк - 0,07;

сірчанокисле залізо - 0,07;

кремнекіслий калій - 0,07;

дистильована вода - 1500 мл.

Більш простий склад має середовище Чапека (г / л):

сахароза - 30;

NaNO ₃ - 2;

MgSO ₄ - 0,5;

FeSO ₄ - 0,01;

KH ₂ PO ₄ - 1;

– 0,5; KCl - 0,5;

дистильована вода - 1000 мл.

Для багатьох грибів середовища є неповноцінними. Деякі гриби (особливо вітамінозавісімие) ростуть на них погано або зовсім не ростуть. У таких випадках, якщо потреба даного організму у вітамінах не вивчена, необхідно додавати в середу екстракти рослинних або тваринних тканин, вибираючи їх виходячи з екології даного гриба. Наприклад, в середовища для вирощування грибів - дереворуйнівниками додають тирсу з деревини тієї породи дерева, яку вони вражають в природі, для вирощування грибів - паразитів рослин - тканини рослини - господаря; вирощування грибів - копрофілов виробляється на середовищах з гнойовим екстрактом (Беккер, 1983) .

2.3 Приготування поживних середовищ

Посуд для приготування середовищ не повинна містити сторонніх речовин, наприклад лугів, що виділяються деякими сортами скла. Перед вживанням посуд ретельно мили, полоскали і висушували. Середовища варили в скляних колбах об'ємом 250 мл. Кожній середовища готували об'ємом по 100 мл, розрахованої на 5 культур досліджуваних штамів. Після варіння середовища стерилізували в автоклаві при 0,5 атм. і 120 ^○ С протягом 20 хвилин. Після стерилізації і додавання відповідних джерел вуглецевого живлення середовища розливали у стерильні чашки Петрі по 20 мл. Попередньо в чашки вносять по 1 краплі молочної кислоти для підкислення середовища, яке необхідно, щоб вбити бактерії.

2.4 Визначення здатності цвілевих грибів використовувати з'єднання вуглецю

Мікроміцети характеризуються неоднаковою здатністю використовувати різні сполуки вуглецю для конструктивного і енергетичного метаболізму. Щоб з'ясувати можливість росту гриба за рахунок тих чи інших вуглецевмісних речовин, їх висівають на синтетичні середовища, що містять в якості єдиного джерела вуглецю різні моно-, ди-і полісахариди, багатоатомні спирти, органічні кислоти, вуглеводні.

У даній роботі визначення особливостей росту грибів на різних джерелах вуглецевого живлення проводилося шляхом поверхневого посіву досліджуваних штамів на середу Чапека з різними джерелами вуглецю і середу Частухін (для целлюлозоразрушающіх грибів). Посів культур здійснювали уколом в центр чашки Петрі. Час культивування становило 14 діб, температура культивування - 25 ± 2 ^○ С. Значення застосовуваних поживних середовищ для процесів росту грибів оцінювалося методом вимірювання радіальної швидкості росту шляхом періодичного виміру діаметра колоній грибів (через кожні 48 годин), що ростуть на чашках Петрі.

Для визначення здатності мікроміцетів використовувати різні джерела вуглецю застосовують і інші методики.

Наприклад, багато мікроміцети можуть використовувати в якості єдиного джерела вуглецю органічні кислоти. ₄ – 0,5; MgSO ₄ *7 H ₂ O – 0,2; NaCl – 0,1; агар – 15,0; органическая кислота в виде соли Na или К – 2,0; pH 6,8. Для визначення здатності рости на середовищах з органічними кислотами рекомендується щільне середовище складу (г / л): (NH _{4) 2} HPO ₄ - 0,5; MgSO ₄ * 7 H ₂ O - 0,2; NaCl - 0,1; агар - 15,0; органічна кислота у вигляді солі Na або К - 2,0; pH 6,8. До стерилізації до середовища додають 20 мл 0,04% водного розчину індикатору метилротом, який в інтервалі pH 6,8 - 8,4 змінює забарвлення від жовтої до червоної. Середовище розливають у пробірки і стерилізують при 1 атм. Посів проводять уколом. Тривалість культивування від 2 до 14 діб залежно від швидкості росту мікроорганізмів. Про споживання органічних кислот свідчить зростання за уколу і зміна кислотності середовища в лужну сторону, що виразно помітно за кольором індикатора.

Деякі гриби здатні використовувати і такі хімічно стійкі сполуки, як вуглеводні. ₂ PO ₄ – 0,6; Na ₂ HPO ₄ *12 H ₂ O – 1,4; MgSO ₄ *7 H ₂ O – 0,8; выщелоченный агар – 2,0; pH 7,2. Виявити здатність мікроорганізму окисляти рідкі нелеткі вуглеводні можна на щільному середовищі складу (г / л): KNO ₃ - 4,0; KH ₂ PO ₄ - 0,6; Na ₂ HPO ₄ * 12 H ₂ O - 1,4; MgSO ₄ * 7 H ₂ O - 0,8; вилужений агар - 2,0; pH 7,2. Середовище стерилізують в колбах при 1 атм. і розливають у чашки Петрі товстим шаром. Після того як середовище застигне, в центрі агарної платівки вирізують лунку. Для цієї мети можна скористатися пробкових свердлом (діаметр 8-10 мм), яке попередньо стерилізують в полум'ї пальника. Мікроміцети висівають радіальними штрихами від лунки до периферії чашки. У лунку вносять 2-3 краплі досліджуваного вуглеводню (стерилізують фільтруванням). Чашки поміщають у термостат строго горизонтально, не перевертаючи. Через 7-10 діб відзначають наявність або відсутність зростання по штриху у порівнянні з контролем - зростанням на середовищі без вуглеводнів (Нетрусов, 2005).

2.5 Визначення радіальної швидкості росту

Визначення радіальної швидкості росту грибів проводили на щільному живильному середовищі за певний проміжок часу. Після 48 годин інкубації при 25 ± 2 ⁰ С вимірюють діаметр виросли на чашках колоній за допомогою лінійки. Цю операцію повторюють через кожні дві доби протягом двох тижнів.

За діаметр окремої колонії в даний момент часу приймають середнє арифметичне вимір. Обчислення радіальної швидкості проводять за формулою:

K _r – r _o ) / ( t – t _o ), = (R - r _o) / (t - t _o),

де k - радіальна швидкість росту;

– радиус колоний в начальной момент времени t _o ; r _o - радіус колоній в початковій момент часу t _o;

– радиус колоний в момент времени t (Паников, 1991). r - радіус колоній в момент часу t (паніка, 1991).

3. на различных источниках углеродного питания Дослідження росту мікроміцетів роду Aspergillus на різних джерелах вуглецевого живлення

, A . ustus , A . terreus , A . flavus и A . fumigatus . Об'єктами дослідження стали різні види мікроскопічних грибів роду Aspergillus: A. niger, A. Ustus, A. Terreus, A. Flavus і A. Fumigatus. Як джерело вуглецю використовували з легкозасвоюваних: цукру (сахароза, лактоза, ксилоза, арабіноза, галактоза, мальтоза), багатоатомні спирти (гліцерин, манить, сорбіт), крохмаль; з трудноразлагаемих (нафта, целюлоза, гербіцид, пестицид).

У результаті посіву досліджуваних видів Aspergillus на середу Чапека з різними джерелами вуглецю і середу Частухін з целюлозою було встановлено, що зміна екологічних умов робить істотний вплив на розвиток мікроміцетів. Була вивчена здатність штамів використовувати різні легкозасвоювані і трудноусвояемих джерела вуглецю методом визначення радіальної швидкості росту колоній, що виросли. Оцінка можливості споживання різних джерел вуглецю показала, що вони здатні утилізувати багато джерел вуглецевого живлення, але жоден з досліджуваних видів не розкладав такі трудноусвояемих речовини, як гербіцид і пестицид. Динаміка зростання видів на різних середовищах при однакових умовах інкубації, не однакова.

У таблиці додатка і на малюнках 1-15 наведено залежності радіальної швидкості росту від часу у вивчених грибів на різних джерелах вуглецю.

Рис. 1. . niger на сахарах Радіальна швидкість росту A. Niger на цукрі

. niger хорошо развивается во всех средах, кроме среды с ксилозой. Вже на першу добу культивування A. Niger добре розвивається у всіх середовищах, крім середи з ксилозою. Потім спостерігається стрибок зростання на середовищах з сахарозою і галактозою. До кінця часу інкубації швидкість росту колоній зменшується і найбільшою стає на середовищі з мальтозою. Найбільші біологічні ритми припадають на 48-96 ч. і 144-264 ч. часу культивування.

Рис. 2. . terreus на сахарах Радіальна швидкість A. Terreus на цукрі

. terreus наблюдается на средах с сахарозой, арабинозой и галактозой. У перші дні культивування найбільша швидкість росту A. Terreus спостерігається на середовищах з сахарозою, арабінози і галактозою. Потім відбувається стрибок зростання на середовищах з сахарозою і арабінози. На 14-а доба культивування спостерігається різкий стрибок у зростанні на середовищі з галактозою. дни инкубации. Біологічні ритми максимальні на 144 -264 ч. дні інкубації.

Рис. 3. . fumigatus на сахарах Радіальна швидкість росту A. Fumigatus на цукрі

. fumigatus наблюдается на среде с сахарозой. Найбільше зростання A. Fumigatus спостерігається на середовищі з сахарозою. Потім на цьому середовищі зростання зменшується і відбувається різкий стрибок радіальної швидкості на середовищі з арабінози. До кінця часу культивування спостерігаються найбільші біоритми.

Рис. 4. . flavus на сахарах Радіальна швидкість росту A. Flavus на цукрі

. flavus хорошо растет на среде с сахарозой. З даних малюнка 4 видно, що A. Flavus добре росте на середовищі з сахарозою. Але до кінця культивування найбільша швидкість росту спостерігається з галактозою. Максимальні біоритми припадають на початковий момент часу культивування - 48-144 ч.

Рис. 5. . Радіальна швидкість росту A. ustus на різних цукрі

. ustus проявляет на среде с сахарозой, и резкий скачок в росте наблюдается на среде с галактозой. За даними малюнка 5 видно, що найбільшу швидкість протягом усього часу інкубації A. Ustus проявляє на середовищі з сахарозою, і різкий стрибок у зростанні спостерігається на середовищі з галактозою. . flavus характеризуется высокими биоритмами. Протягом всього часу інкубації зростання A. Flavus характеризується високими біоритмами.

Таким чином, цукру легко засвоюються всіма досліджуваними штамами. Найбільші біологічні ритми спостерігаються протягом усього часу експозиції, як і в початкові годинник, так і в кінці інкубації.

Рис. 6. . niger Радіальна швидкість росту A. Niger

. niger наблюдается вначале культивирования на среде с маннитом. Найбільша швидкість зростання A. Niger спостерігається спочатку культивування на середовищі з манітом. Потім швидкість росту різко падає і стає мінімальною на цьому середовищі. На інших джерелах вуглецю також спостерігаються стрибки росту, які до кінця інкубації помітно зменшуються. Максимальні біоритми припадають на початковий момент часу культивування - 48-144 ч.

Рис. 7. . terreus Радіальна швидкість росту A. Terreus

. terreus наблюдается на всех легкоусвояемых источниках углерода, кроме среды с сорбитом. Зростання A. Terreus спостерігається на всіх легкозасвоюваних джерелах вуглецю, окрім середи з сорбітом. Спочатку і в кінці культивування радіальна швидкість росту приблизно однакова. У середині інкубації спостерігаються стрибки росту, особливо на середовищі з гліцерином. Найбільші біологічні ритми припадають на 144-264 ч. часу культивування.

Рис. 8. . fumigatus Радіальна швидкість росту A. Fumigatus

. fumigatus За даними графіка видно, що зростання A. Fumigatus має великі стрибкоподібні зміни, особливо виявляються на середовищах з манітом і гліцерином. Найбільша швидкість зростання проявляється на середовищі з манітом, до середини інкубації спостерігається стрибок зростання на середовищі з гліцерином. Біологічні ритми характеризуються великими коливаннями і припадають на середину часу експозиції - 96 ч. і 216 ч.

Рис. 9. . flavus Радіальна швидкість росту A. Flavus

. flavus вначале и в конце культивирования примерно одинаковая. Радіальна швидкість росту A. Flavus спочатку і в кінці культивування приблизно однакова. У середині інкубації спостерігаються стрибки росту, особливо на середовищі з крохмалем. Високі біоритми спостерігаються на 144-264 ч. інкубації.

Рис. 10. . Радіальна швидкість росту A. ustus

. Найбільша швидкість зростання A. ustus спостерігається на середовищах з манітом і гліцерином. Швидкість росту на середовищі з сорбітом найменша і протягом всього часу культивування значно не змінюється. . fumigatus , A . Також як і A. Fumigatus, A. ustus виявляє великі біоритми на 144-216 ч.

У цілому, зростання мікроміцетів на багатоатомних спиртах та крохмалі характеризується високими біологічними ритмами, що припадають на середину часу культивування - 144-264 ч.

Жоден з досліджуваних штамів не росте на середовищах з єдиними джерелами вуглецю у вигляді пестициду і гербіциду.

Рис. 11. . niger на трудноразлагаемых источниках углерода Радіальна швидкість A. Niger на трудноразлагаемих джерелах вуглецю

. niger На трудноразлагаемих джерелах вуглецю зростання A. Niger спостерігається на середовищах з целюлозою і нафтою. На початку інкубації швидкість росту на обох середовищах однакова, потім різко збільшується на середовищі з целюлозою, але до кінця культивування вона стає мінімальною, і відбувається стрибок зростання на середовищі з нафтою. Максимальні біологічні ритми припадають до середини часу культивування - до 96-216 ч.

Рис. 12. . terreus на трудноразлагаемых источниках углерода Радіальна швидкість росту A. Terreus на трудноразлагаемих джерелах вуглецю

. terreus использует такие, как нефть и целлюлоза. З трудноразлагаемих джерел вуглецю A. Terreus використовує такі, як нафта і целюлоза. Радіальна швидкість росту на обох джерелах на початку культивування була однаковою, потім на середовищі з нафтою різко збільшується до середини інкубації. На середовищі з целюлозою різких стрибків зростання не спостерігається. Високі біоритми також знаходяться в центрі експозиції - 144-264 ч.

Рис. 13. . fumigatus на трудноразлагаемых источниках углерода Радіальна швидкість росту A. Fumigatus на трудноразлагаемих джерелах вуглецю

. fumigatus наблюдается только на среде с целлюлозой. На трудноусвояемих джерелах вуглецю зростання A. Fumigatus спостерігається тільки на середовищі з целюлозою. На 7-а доба культивування спостерігається різкий стрибок зростання, потім він зменшується до початкової величини. Максимальні біоритми припадають на час інкубації - 96-216 ч.

Рис. 14. . flavus на трудноразлагаемых источниках углерода Радіальна швидкість A. Flavus на трудноразлагаемих джерелах вуглецю

Швидкість зростання на обох джерелах спочатку культивування була приблизно однаковою, максимальної - до середини інкубації, а потім вона різко зменшується. . flavus наблюдается на нефти. До кінця культивування найбільша швидкість росту A. Flavus спостерігається на нафті.

Високі біологічні ритми припадають на середину часу експозиції - 96 ч. і 216 ч.

Рис. 15. . Радіальна швидкість росту A. ustus на трудноразлагаемих джерелах вуглецю

. Також як і інші види, A. ustus проявляє своє зростання лише на середовищах з нафтою і целюлозу. На початку культивування на середовищі з целюлозою спостерігається максимальна швидкість росту. На 7-а доба інкубації відбувається стрибок зростання на середовищі з нафтою. До кінця часу інкубації швидкість росту . A. ustus на обох середовищах приблизно однаково. Найбільші біоритми характерні 48-144   ч.

Зростання досліджуваних штамів на трудноразлагаемих джерелах вуглецю характеризуються високими біоритмами в середині експозиції.

наблюдается на среде с мальтозой. A . terreus , A . fumigatus Таким чином, при визначенні здатності штамів використовувати різні легкозасвоювані джерела вуглецю, було з'ясовано, що на цукрі найбільша швидкість росту A. niger спостерігається на середовищі з мальтозою. A. Terreus, A. Fumigatus . ustus проявляют наибольшую скорость роста на средах с галактозой, а A. flavus – на среде с сахарозой. і A. ustus проявляють найбільшу швидкість росту на середовищах з галактозою, а A. flavus - на середовищі з сахарозою. . terreus , рост которого на среде с сорбитом вообще не наблюдался. На крохмалі і багатоатомних спиртах всі досліджувані штами проявляли високу швидкість росту, за винятком A. Terreus, зріст якого на середовищі з сорбітом взагалі не спостерігався.

. fumigatus , который проявлял способность к росту только на среде с целлюлозой. З трудноразлагаемих джерел вуглецю досліджувані штами утилізували лише нафта і целюлозу, крім A. Fumigatus, який виявляв здатність до росту тільки на середовищі з целюлозою. Причому всі види мали високу радіальну швидкість росту на обох середовищах.

Максимальні біологічні ритми при зростанні на цукрі спостерігаються протягом усього часу експозиції. Це пояснюється тим, що вони легко засвоюються мікроміцетами. На крохмалі, спиртах та трудноусвояемих джерелах вуглецю найбільші біоритми припадають на 96-216 ч. - середину інкубації.

Висновки

1. Була визначена здатність досліджуваних штамів використовувати легкоразлагаемие джерела вуглецю. отдает предпочтение мальтозе. A . terreus , A . fumigatus При визначенні здатності штамів використовувати різні легкозасвоювані джерела вуглецю, було з'ясовано, що з цукрів A. niger віддає перевагу мальтози. A. Terreus, A. Fumigatus . ustus предпочитают среду с единственным источником углерода в виде галактозы, а A. flavus – среде с сахарозой. і A. ustus воліють середу з єдиним джерелом вуглецю у вигляді галактози, а A. flavus - середовищі з сахарозою. . terreus , рост которого на среде с сорбитом вообще не наблюдался. На крохмалі і багатоатомних спиртах всі досліджувані штами проявляли високу швидкість росту, за винятком A. Terreus, зріст якого на середовищі з сорбітом взагалі не спостерігався.

2. Визначено здатність штамів використовувати такі трудноразлагаемие джерела вуглецю, як нафта і целюлоза. Відсутність зростання на середовищах з гербіцидом і пестицидом пояснюється сильним токсичною дією їх на мікроміцети і не здатністю вивчених штамів використовувати дані речовини в якості джерела вуглецю.

СПИСОК ЛІТЕРАТУРИ

1. Андреюк, Є.І. Мікробна корозія і її збудники [Текст] / Є.І. Андреюк, В.І. Білай, Е.З. Коваль, І.А. Козлова. - Київ: Наук. думка, 1980. - 286 с.; 22 см. - Бібліогр.: С. 156. - 200 екз.

2. Бабьева, І.П. Зміни чисельності мікроорганізмів у грунтах при забрудненні важкими металами [Текст] / І.П. Бабьева, С.В. Левін, Н.С. Решетова / / Важкі метали в навколишньому середовищі. - М.: Изд-во Моск. ун-ту, 1980. - С. 115. - Бібліогр.: С. 75.

3. Бабьева, Є.М. Порівняльно-екологічні дослідження мікроміцетів з грунтів віддалених географічних районів [Текст] / О.М. Бабьева / / Мікологія та фітопатологія. Сер. 17. - 1983. - № 2. - С. 452-453. - Бібліогр.: С. 452-453.

4. Биоповреждения [Текст] / Под ред. В.Д. Іллічова. - М.: Изд-во Моск. ун-ту, 1987. - 352 с.; 24 см. - Бібліогр.: С. 207-208. - 200 екз. 5–02634–675–3. - ISBN 5-02634-675-3.

5. Блажеєвський, Ю.В. Порівняльний аналіз швидкості радіального росту мікроміцетів, виділених з різних екотопів [Текст] / Ю.В. Блажеєвський, В.В. Вембер, М.М. Жданова / / Мікробіологічний журнал. - 2002. - Т. 64. - № 3. - С. 3-11. - Бібліогр.: С. 49-50.

6. Богомолова, Є.В. Морфологічні особливості мікроколоніальних грибів, ізольованих з поверхні каменю [Текст] / Є.В. Богомолова, М.С. Зеленська, Д.Ю. Власов / / Мікологія та фітопатологія. Сер. 35. - 2001. - № 3. - С. 6-13. - Бібліогр.: С. 17.

7. Бухало, А.С. Вищі їстівні базидіоміцети у чистій культурі [Текст] / А.С. Бухало. - Київ: Наук. думка, 1988. - 144 с.; 21 см. - Бібліогр.: С. 76. - 3000 екз.

8. Велетнів, Л.Л. Деякі біохімічні аспекти в екології грибів [Текст] / Л.Л. Велетнів, І.І. Сидорова / / Успіхи мікробіології. Сер. 3. - 1983. - № 18. - С. 112-132. - Бібліогр.: С. 128.

9. Воронін, Л.В. Мікрофлора деяких видів риб Куйбишевського водосховища [Текст] / Л.В. Воронін / / Біологія внутр. вод. - 1999 - № 76. - С. 11-15. - Бібліогр.: С. 13.

10. Гарібова, Л.В. Основи мікології: Морфологія і систематика грибів та грибоподібних організмів [Текст]: навч. посібник / Л.В. Гарібова, С.М. Лєкомцева - М.: Товариство наукових видань КМК, 2005. - 202 с.; 25 см. - Бібліогр.: С. 196-199. - 2000 екз. 5–87317–265- X . - ISBN 5-87317-265 - X.

11. Григор'єв, А.М. Вивчення росту фрагментів міцелію Fusarium oxysporum в умовах різної кислотності середовища [Текст] / А.М. Григор'єв, М.В. Горленко, О.Є. Марфенін / / Мікологія та фітопатологія. - 2004. - № 3. - С. 29-35. - Бібліогр.: С. 30-31.

12. Долгова, А.В. Зростання колоній Penicillium chrysogenum . Thom. при постійних і змінних температурах [Текст] / А.В. Долгова, В.В. Зданович / / Мікологія та фітопатологія. Сер. 31. - 1997. - № 1. - С. 52-56. - Бібліогр.: С. 55.

13. Дудка, І.А. [Текст] Водні недосконалі гриби СРСР / І.А. Дудка. - Київ: Наук. думка, 1985. - 188 с.; 24 см. - Бібліогр.: С. 154. - 1500 екз. 5–137–06374–4. - ISBN 5-137-06374-4.

14. Євдокимова, Г.А. Мікробіологічна активність грунтів при забрудненні важкими металами [Текст] / Г.А. Євдокимова / / Грунтознавство. - 1982. - № 6. - С. 125 - 132. - Бібліогр.: С. 130.

15. Звягінцев, Д.Г. Біологія грунтів [Текст]: підручник / Д.Г. Звягінцев, І.П. Бабьева, Г.М. Зенов - 3-е изд., Испр. і доп. - М.: Изд-во МГУ, 2005. - 445 с.: Іл.; 25 см. - Бібліогр.: С. 373-375 - 3000 екз. 5–211–04983–7. - ISBN 5-211-04983-7.

16. Іванова, А.Є. Життєздатність фрагментів міцелію грунтових мікроскопічних грибів у різних екологічних умовах [Текст]: автореф. канд. дис ...; затверджена; захищена 30.03.99. / Іванова Ганна Євгенівна. - М.: МГУ, 1999. - 30 с.

17. Іванова, А.Є. Вплив екологічних факторів на здатність до зростання фрагментів міцелію і проростання суперечка мікроскопічних грибів [Текст] / А.Є. Іванова, О.Є. Марфенін / / Мікробіологія. - 2001. - № 2. - С. 235-240. - Бібліогр.: С. 236.

18. Коваль, Е.З. Мікодеструктори промислових матеріалів [Текст] / Е.З. Коваль, Л.П. Сидоренко. - Київ: Наук. думка, 1989. - 192 с.; 22 см. - Бібліогр.: С. 135-136. - 300 екз. - ISBN 5-015-02369-7.

19. Кочкіна, Г.А. Радіальна швидкість росту грибів у зв'язку з їх екологією [Текст] / Г.А. Кочкіна, Т.Г. Мірчінк, П.А. Кожевін, Д.Г. Звягінцев / / Мікробіологія. - 1978. - № 5. - С. 964-965. - Бібліогр.: С. 964.

20. Ліллі, В. Фізіологія грибів [Текст] / В. Ліллі, Г. Барнетт. - Москва: Вид-во іноз. літератури, 1953. - 532 с.; 25 см. - Бібліогр.: С. 152, 174-184. - 2000 екз. - ISBN 5-248-00487-4.

21. Марьіновская, Ю.В. Мікробіологічна деструкція целлюлозосодержащіх відходів [Текст] / Ю.В. Марьіновская, М.М. Севастьянова / / Мікробіологія. - 2006. - № 3. - С. 75 - 81. - Бібліогр.: С. 78.

22. Мірчінк, Т.Г. Грунтова мікологія [Текст]: підручник / Т.Г. Мірчінк: - М.: Изд-во МГУ, 1988. - 220 с.; 22 см. - Бібліогр.: С. 154 -165. - 2940 екз. - ISBN 5-211-00157-5.

23. Мюллер, Е. Мікологія [Текст] / Е. Мюллер, В. Леффлер; переклад з німецької канд. біол. наук К.Л. Тарасова. - М.: Світ, 1993. - 535 с.; 25 см. - Бібліогр.: С. 90-94, с. 139-140. - 2000 екз. - ISBN 5-214-01254-7.

24. Ніязова, Г.А. Концентрування цинку і свинцю різними мікроорганізмами, що живуть у грунті Сумсарского свинцево-цинкового субрегіону [Текст] / Г.А. Ніязова, С.В. Летунова, Б.М. Золотарьова / / Мікробіологія. - 1982. - № 4. - С. 650-656. - Бібліогр.: С. 654.

25. Панікою, Н.С. Кінетика росту мікроорганізмів [Текст] / Н.С. Панікою. - М.: Наука, 1991. - 309 с.; 22 см. - Бібліогр.: С. 245. - 1500 екз. - ISBN 3-271-00356-5.

26. Підоплічко, Н.М. Грибна флора грубих кормів [Текст] / Н.М. Підоплічко. - Київ: Наук. думка, 1953. - 482 ​​с.; 21 см. - Бібліогр.: С. 246. - 700 екз.

27. Практикум з мікробіології [Текст] / Под ред. А.І. Нетрусова. - М.: Академія, 2005. - 608 с.; 28 см. - Бібліогр.: С. 239-240. - 5100 екз. . - ISBN 5-7695-1809 - X.

28. Романов, Ю.А. Біологічні ритми на різних рівнях біологічної організації [Текст] / Ю.О. Романов / / Проблеми космічної біології. - 1980. - № 4. - С. 10-25. - Бібліогр.: С. 11.

29. Сичугова, О.В. Ріст і розвиток мікроміцетів на сополімери етилену і вінілацетату з добавками крохмалю [Текст] / О.В. Сичугова, М.М. Колесникова / / Вісн. Моск. ун-ту. Сер. 16, Біологія. - 2003. - № 4. С. 27-31. - Бібліогр.: С. 28.

30. Терехова, В.А. [Текст] Мікроміцети в екологічній оцінці водних та наземних екосистем / В.А. Терехова. - М.: Наука, 2007. - 215 с.; 21 см. - Бібліогр.: С. 33-35. - 2000 екз. - ISBN 5-453-06754-3.

31. Фомін, В.А. Біорозкладані полімери: стан та перспективи використання [Текст] / В.А. Фомін, В.В. Гузєєв / / Пластичні маси. - 2001. - № 2. - С. 42-46. - Бібліогр.: С. 42-43.

32. Шаркова, Т.С. Цитохімічні характеристика спорулірующей і вегетативної зон культури Trichothecium roseum F r. [Текст] / Т.С. Шаркова / / Мікологія та фітопатологія. - 1971. - № 6. - С. 490-493. - Бібліогр.: С. 492.

33. Шевцова, В.М. Програми розвитку та можливий принцип їх генетичного контролю у мікроміцетів роду Verticillium [Текст] / В.М. Шевцова / / Мікологія та фітопатологія. - 2001. - № 21. - С. 73-81. - Бібліогр.: С. 76.

34. Ellis, MB Dematiaceous hyphomycetes. Commonwealth. Kew [Text] / MB Ellis. - New York: Academic Press, 1971. - 608 p.; 25 cm. - Bib.: P. 246. - 3000 copy.

35. Lodder, J. The Yeasts, a taxonomical study. 2 ed. North - Holland [Text] / J. Lodder. - Amserdam, London: Publishing Corp, 1970. - 1385 p.; 21 cm. - Bib.: P. 642. - 2500 copy.

36. Barnett, JA A quide for identyifying and classifying yeasts [Text] / JA Barnett, RW Payne, D. Yarrow. - Cambridge, England: University Press, 1979. - 1315 p.; 26 cm. - Bib.: P. 756. - 1500 copy.

37. Hopper, H. Involment of clay type and pH in the mechanisms of soil suppressiveness to Fusarium wilt of flax [Text] / H. Hopper, C. Steinberg, C. Alabouvette / / Soil Boil. Biochem. - 1995. - Vol. 27. - № 7. - P. 955-967. - Bib.: P. 961.

38. Margollin, AS The effects of various carbohydrates upon the growth of some fungi, thesis [Text] / AS Margollin. - West Virginia University, 1942. - 327 p.; 25 cm. - Bib.: P. 234. - 5000 copy.

39. Moore, D. Metabolism and biochemistry of hyphal systems [Text] / D. Moore / / Fungal morphogenesis. - 2001. - № 4. - P. 26-134. - Bib.: P. 36.

40. Parton, WJ Chemical aktivites of fungi [Text] / WJ Parton, JB Stewart, CV Cole / / Biogeochemistry. - 1988. - № 5. - P. 109 - 131. - Bib.: P. 115.

41. Watanabe, T. Pictorial atlas of soil and seed fungi. Morphologies of cultured fungi end key to species [Text] / T. Watanabe. - Florida, 2000. - 411 p.