Галофільні мікроорганізми озера Мармурове

[ виправити ] текст може містити помилки, будь ласка перевіряйте перш ніж використовувати.


Нажми чтобы узнать.
скачати

ФГТУ ВПО «АСТРАХАНСЬКИЙ ДЕРЖАВНИЙ ТЕХНІЧНИЙ УНІВЕРСИТЕТ»
Інститут біології та природокористування
Кафедра «Прикладна біологія
і мікробіологія »
Курсова робота
На тему: «галофільні мікроорганізми озера Мармурове»
Астрахань 2007

Зміст
ВСТУП
Глава 1. Галофільні мікроорганізми, їх різноманітність і застосування у промисловості.
1.1. Різноманітність галофільних прокаріотів і місця їх проживання
1.2. Фізіолого-біохімічні особливості галофільних мікроорганізмів
1.3. Формування умов середовища проживання мікроорганізмів
1.4. Продукція і деструкції органічної речовини мікроорганізмами
1.5. Різноманітність трофічних зв'язків у мікробному співтоваристві
1.6. Використання галофільних мікроорганізмів у промисловості
1.7. Опис досліджуваного водойми
Глава 2. Об'єкти і методи дослідження
Глава 3. Результати дослідження
Висновки
Література
ДОДАТОК

ВСТУП
Солоні озера відносяться до маловивчених у гідробіологічних щодо водних об'єктів. Екстремальні умови солоних озер (фізико-хімічні умови: умови по газу, по обміну, з енергетики, за концентраціями і градієнтам) породжують знахідки унікальних організмів. У цьому аспекті актуальним є дослідження біорізноманіття солоних озер, механізмів адаптації організмів до екстремальних умов середовища існування, дослідження енергопластіческого обміну цих організмів. Подібні дослідження можуть мати незвичайний інтерес, як варіант доступних на Землі, але екстремальних умов існування або як моделі умов існування стародавніх екосистем.
Багато солоні озера мають досить бідну функціональну структуру. Наприклад, гіперсолоні озера (солоність <100 г / л) мають практично мінімальну структуру, що складається з ланки продуцентів і часто одновидових (рачок Artemia salina) ланки консументів. У цьому аспекті солоні озера можна дослідити, як можливу модель функціонування екосистем у разі зменшення структурного біорізноманіття, викликаного антропогенним впливом. У Астраханській області існує багато озер з підвищеною концентрацією солі, тому вивчення галофільних мікроорганізмів, що мешкають в екстремально солоних внутрішніх водоймах у цьому регіоні, набуває особливої ​​актуальності.
Метою дослідження стало виділення галофільних мікроорганізмів з вод підвищеної солоності.
У завдання дослідження входило:
1. виділення з проб води оз. Мармурове галофільних мікроорганізмів, визначення їх чисельності;
2. родова ідентифікація чистих культур.

Глава 1. Галофільні мікроорганізми, їх різноманітність і застосування у промисловості.

1.1. Різноманітність галофільних прокаріотів і місця їхнього проживання.

За своєю кількістю і різноманітністю одноклітинні далеко перевершують всіх інших мешканців нашої планети. Їх знаходять у грунті на глибині в кілька сотень метрів, у всій товщі Світового океану, в льодах льодовиків, у водах систем охолодження ядерних реакторів.
Серед них яскраво виділяються мікроорганізми - екстремофіли, що живуть у настільки несприятливих умовах, що на перший погляд життя там здається неможливою. До них відносяться термофіли (теплолюбні), яких можна знайти навіть в одах гарячих гейзерів, ацидофіли, що розвиваються тільки в кислих середовищах, алкофіли, які віддають перевагу лужне середовище, галофили (солелюбівие), що живуть в сильно солоних водах, радіорезистентність, здатні жити при радіоактивних випромінюваннях в сотні і тисячі разів більш інтенсивних, ніж може витримати людина.
Інтерес до екстремофільних бактеріям в останні роки винятково високий з точки зору їх біологічної унікальності (Заварзін, 1993) та використання в біотехнології (Гончіков, Намсараев, 2000).
Галлофіли займають особливе місце серед інших мікроорганізмів. Це єдині бактерії, що живуть у середовищах з високим вмістом солей. У Мертвому морі, наприклад, концентрація солі сягає 26-27% в деякі роки підвищуючись до 31%, а при 36% сіль випадає з розчину в осад. Галлофіли зустрічаються на кристалах солі в прибережній смузі, на солоної риби, на засолених шкурах тварин, на ропних сирах, у капустяних і огірковий розсіл. Великі скупчення галофили завдяки високому вмісту в них каротиноїдів мають блідо-морквяний відтінок (Заварзін, 1993).
Мікробне співтовариство в солоних водоймах піддається осмотичного стресу. Деструкція органічної речовини (ОР) у цих водоймах йде до повного його розкладання (Заварзін і ін, 1999). При цьому головна роль у біогеохімічних процесах в солоних озерах належить сірчаному циклі, в якому активні процеси обумовлені сульфатредукции, а окислювальну частина проводять головним чином фототрофні анаероби (Заварзін, 1996).
Вивчення функціонального і філогенетичного різноманітності галофільних прокаріотів в озерах було ініційовано гіпотезою Г. А. Заварзіна про те, що мікробні спільноти солоних водойм можуть розглядатися як реліктові і, можливо могли бути центрами мікробного біорізноманіття (Заварзін, 1993). Дослідження ряду гіперсолоних озер Кенії, Єгипту, Північного Казахстану, Монголії, а також середньомінералізована озер Північної Америки, Тиви і Забайкалля показали, що "мікробний пейзаж" надзвичайно багатий і різноманітний (Заварзін і ін, 1999). Серед них виявлено основні представники функціональних ключових груп трофічного ланцюга, які склали нові роди і види ціанобактерій (Герасименко та ін, 1996), аноксигенний фототрофних бактерій (Брянцева, 2000), спороутворюючих бацил (Жиліна, 2001), ацетогенов (Заварзін, 1993) , сульфатредукторов (Кевбрін та ін, 1999; Пікута та ін, 1997), метілотрофов (Doronina е1 а1, 2003) та метанотрофами (Калюжна та ін, 1999; Троценко, Хмеленіна, 2002).
Судячи по їх будові, галофили - одні з найдавніших мешканців нашої планети. Людству вони відомі досить давно по червонуватому нальоту на продуктах, консервуються з використанням великих кількостей кухонної солі. Вперше галофили були виділені на початку нашого століття з мікрофлори лиманної грязі, проте їх систематичне вивчення почалося тільки в кінці другого десятиліття ХХ століття. Відомий натураліст бекинг в 1928 р . назвав галофільні бактерії організмами, «живуть на межі фізіологічних можливостей». У них практично немає ворогів чи конкурентів, здатних жити в таких же умовах, і тому галофили вільно еволюціонували протягом всієї історії розвитку життя на Землі.
Галофільні мікроорганізми представлені двома основними типами: помірними галлофіламі, які розвиваються при вмісті соли 1-2%, добре ростуть у середовищі з 10% солі, але можуть виносити навіть 20%-ве її зміст (більшість бактерій не переносять концентрації NaCl вище 5%) та екстремально галофільнимі бактеріями пологів Halococcus і Halobacterium, які вимагають близько 12-15% солей і здатні добре рости в насиченому розчині NaCl-при 32% - ної концентрації солі.
Дія високих концентрацій солей на мікроорганізми може бути обумовлено як самим розчиненим речовиною, так і його впливом на активність води.
У живих клітинах вода служить середовищем, в якій молекули різних розмірів взаємодіють між собою. Структура води, в якій знаходяться розчинені речовини, контролює всі життєво важливі процеси в клітині: дія ферментів і регуляцію їхньої активності, асоціацію та дисоціацію органел, структуру мембран та їх функціонування. Невеликі зміни в концентрації розчинених речовин і активності води можуть призводити до значних фізіологічних змін. Багатоклітинні організми виробили спеціальні фізіологічні механізми для підтримки постійного складу не тільки рідин тіла, але і внутрішньоклітинного середовища (Самаріна, 1977).
Проте мікробні клітини повинні самостійно пристосовуватися до зовнішнього водному середовищі. Клітини, які ростуть при високих концентраціях розчинених речовин, не здатні підтримувати цитоплазму у більш розбавленому стані. Хоча внутрішньоклітинна середу мікроорганізмів за хімічним складом сильно відрізняється від зовнішньої, не відомо жодного виду, який був би здатний підтримувати всередині клітин загальну концентрацію розчинених речовин на більш низькому рівні, ніж у навколишньому середовищі (Заварзін і ін, 1999).
Джерелом галофільних бактерій служать природні солоні озера. Екосистеми солоних озер, як правило, володіють низьким біорізноманіттям в порівнянні з іншими водними і наземними екосистемами. У той же час, підтримка стійкого біотичного кругообігу вимагає певного мінімального рівня біорізноманіття. Тому солоні озера, можливо, є прикладами екосистем з біорізноманіттям, близьким до мінімально можливого для сталого функціонування біотичного кругообігу. Наприклад, Мертве море, звідки було отримано кілька штамів, що використовуються вченими Ізраїлю з часу перших досліджень мікрофлори цієї водойми (Агре, 1988). Слід зазначити, що не у всіх озерах такого роду NaCl є головним сольовим компонентом: у Мертвому морі зміст Мg 2 + вище, ніж вміст Na +. Існують і інші цікаві солоні озера, які, проте, в мікробіологічному відношенні або мало, або зовсім не вивчені. У цих озерах, мабуть, немає ніяких форм життя, крім бактерій та інших мікроорганізмів, що зустрічаються в них у великій кількості. Це не означає, що такі мікроорганізми відносяться до постійних мешканцям даних озер. Так, наприклад, в озері Асса, що знаходиться у віддаленій і майже недоступної частини Французького Сомалі, був виявлений ряд бактерій, серед яких переважали прісноводні і евригалінні види (що ростуть в середовищі, що містить Na концентрації від 1 до 5%); були також знайдені помірні і екстремальні галлофіли. Більшість виділених видів не могло розвиватися за тих концентраціях солі, які були виявлені в цьому озері. Тому здається найбільш імовірним, що до природних мешканцям озера відносяться тільки галофили, решта ж мікроорганізми приносяться кількома впадають в нього ріками. Значну частину виявлених мікроорганізмів складають бацили. Це говорить про хорошу виживаності даних видів в дуже солоній воді (Громов, 1989). Деякий час вважали, що бактерії можуть рости в незамерзаючому ставку Дон-Жуан в Антарктиці, де вода, активність якої (QW) близька до 0,45, являє собою насичений розчин хлориду кальцію. Отримані пізніше результати переконливо свідчать на користь того, що знайдені в цьому ставку бактерії були принесені зовнішніми потоками. Тому величина, що дорівнює 0,62, може як і раніше розглядатися як мінімальна активність води, при якій ще можливий ріст мікроорганізмів (Летунова, Ковальський, 1978).
Організми, толерантні до солей та іншим розчиненим речовин, широко поширені серед бактерій, грибів, дріжджів, водоростей і найпростіших, а також серед вірусів, специфічних для деяких з цих організмів. До найбільш характерних для цієї групи організмам відносяться екстремально галофільні бактерії пологів На loba сterium і Наlососсus, здатні до зростання на насиченому розчині NаС1 (близько 32% або 5,2 М). Вони характеризуються тим, що нижній, критичний для їхнього росту межа вмісту NаCl становить 12-15%, в той же час цілий ряд інших організмів, здатних до росту в насиченому розчині NaС1, потребує значно менших його кількостях, ніж екстремальні галофили, галобактеріі і галококкі володіють багатьма біохімічним властивостями, що відрізняють їх від інших форм мікроорганізмів. Не давно відкритий актиноміцет А c t i nopoliispora halophila, для якого мінімальна потреба в NaС1 становить 10% на твердому середовищі та 12% на рідкому, також може розглядатися як екстремальний галофіл, правда займає прикордонне положення, так як у нього відсутні деякі з біохімічних « маркерів », характерних для інших екстремальних галофили. Стан прикордонного організму повинен бути також присвоєно фотосинтезуючої бактерії Есtothiorhodospira halophila, яка може рости при дещо нижчою концентрації NaCl, ніж екстремальні галофили (Летунова, Ковальський, 1978).
До помірним галофили було віднесено кілька організмів, що викликають псування харчових продуктів і здатних рости при концентраціях NaCl від 0,5 до 3,5 М (Приблизно 3-20%) (Агре, 1988). Це визначення відноситься також до багатьох морським бактеріям, які потребують для свого росту в присутності NаС1 в концентрації близько 0,5 М (3%), але, як було встановлено при подальшому дослідженні, витримують значно більш високі концентрації NаС1, наприклад 20, 25 і навіть 30% (Дзюба, 1997). Отримані останнім часом дані показують, що точне визначення нижньої концентрації солі, необхідної для зростання помірно галофільних бактерій, неможливо, якщо при цьому не вказується температура. При 20 ° С описаний недавно вид Рlanococcus halophilus зростає при майже повній відсутності в середовищі іонів Nа + ( 0,01 М ). При підвищенні температури до 25 ° С або вище концентрація NаС1 повинна бути збільшена принаймні до 0,5 М, причому NаС1 не може бути замінений КС1 або будь-якими іонними речовинами. Таким чином, якщо експерименти проводяться при 25 ° С, то даний організм (здатний рости в присутності 4,0 М NаС1) можна класифікувати як високотолерантний до солі, тоді як при 20 ° С його слід розглядати як помірний галлофіл (Лялікова, 1970).
Велика частина галофільних організмів, тобто «люблячих» високу концентрацію солей (лат. Halo-сіль) входять в клас Archeobacteria. До цього класу належать бактерії (звані архебактерії), що володіють унікальними фізіологічними, біохімічними властивостями та екологією, різко відрізняють їх від інших прокаріот. Зокрема, вони відрізняються від інших бактерій складом та первинної структурою рибосомальних 16 S і 5 S РНК; складом мембранних ліпідів та утворенням одношарової ліпідної мембрани (в інших бактерій ліпідні мембрани двошарові); складом клітинних стінок (вони складаються не з муреіна, а з інших біополімерів, кислих полісахаридів, білків і псевдомуреіна). До групи галобактерій віднесені пологи Halococcus, Halobacterium, «квадратна бактерія» і інші, що відрізняються здатністю розвиватися на середовищах з високими концентраціями NaCl (20-25%). Це так звані екстремальні галлофіли. Серед них є аероби і факультативні анаероби. Беруть участь у перетворенні вуглецю і азоту в засолених грунтах, водоймах та інших субстратах (Мішустін, 1987).
1.2. Фізіолого-біохімічні особливості галофільних мікроорганізмів
Галофільні архебактерии поширені там, де є відповідні для цього умови з високим вмістом NaС1 та інших необхідних іонів: у природних солоних водоймах, басейнах для випарювання солі, білкових матеріалах, консервуються за допомогою солі (риба, м'ясо, шкури). Можуть рости в насиченому розчині NаС1 (30%). Нижня межа концентрації солі для зростання більшості видів становить 12-15% (2-2,5 М); оптимальніше зміст - між 20 і 26% (3,5-4,5 М). Високі потребносш галобактерій і в інших іонах: оптимальний рівень Мg 2 + в середовищі - 0,1-0,5 М, К + - приблизно 0,025 М (Гусєв, 2003).
Вплив іонів на галобактерій досить специфічно. Для підтримки клітинної стабільності в першу чергу потрібно хлористий натрій. Іони Na + взаємодіють з отріцательнш зарядженими молекулами клітинної стінки галобактерій і надають їй необхідну жорсткість. Усередині клітини концентрація NaCl невисока. Основний внутрішньоклітинний іон - К +, зміст якого може складати від 30 до 40% сухої речовини клітин, а градієнт між позаклітинної і внутрішньоклітинної концентраціями досягати 1:1000. Іони К + (поряд з іншими) необхідна для підтримки іонної рівноваги поза і всередині клітини, стабілізації ферментів, мембран та інших клітинних структур.
У Визначника бактерій (Берги, 1989) екстремально галофільні архебактерии об'єднані в порядок Halobacteriales сімейство Наlоbасtеriaсеае і включає 6 родів і понад 20 видів, що розрізняються формою клітин (палички, коки, квадрати), здатністю до руху, ставленням до кислотності серед, стійкістю до NaСl і іншими ознаками.
У складі клітинних стінок не виявлено пептидогликан. У представників роду Наlоbасtеriіт клітинна стінка товщиною 15 - 20 нм побудована з регулярно розташованих гексагональних субодиниць, що складаються в основному з глікопротеїнів. Клітинна стінка галобактерій роду На l ососсіs має товщину 50 - 60 нм і складається з Гетерополісахариди (Єгоров, 1976).
ЦПМ містить близько 1 / 3 ліпідів і 2 / 3 різних білків, включаючи звичайні для еубактеріальних мембран набори флавопротеїнів і цитохромів. Основна маса ліпідів екстремальних галофили відрізняється від характерних для еубактерій ліпідів тим, що в їх молекулі гліцерин пов'язаний не з залишками жирних кислот, а з С20-терпеноідним спиртом - фітанолом. Фосфоліпідних і гліколіпідного похідні гліцеринового диефіри можуть у певних умовах складати до 80% загального вмісту ліпідів у клітинах. Крім унікальних ліпідів клітинні мембрани екстремальних галофили містять багато каротиноїдних пігментів (основний - бактеріоруберін), що обумовлюють забарвлення колоній від рожевого до червоного кольору, що має для галофили менш важливе значення як засіб захисту проти надмірної радіації, оскільки для їх місць проживання характерна звичайно висока освітленість.
При нестачі в середовищі О 2 в ЦПМ галобактерій індукується синтез Хромопротеїни - бактериородопсина, білка, з'єднаного ковалентним зв'язком з С20-каротиноїдом ретиналя. Свою назву хромопротеїнів отримав через схожість з родопсину - зоровим пігментом сітківки хребетних. Обидва білка містять в якості хромофорной групи ретиналь, розрізняючи будовою поліпептидного ланцюга. Бактеріородопсин відкладається у вигляді окремих пурпурних областей (бляшок) на ЦПМ червоного кольору, обумовленого високим вмістом каротиноїдів. При вирощуванні клітин на світлі в умовах нестачі О 2 пурпурні ділянки можуть складати до 50% поверхні мембрани. У них міститься від 20 до 25% ліпідів і лише один білок - бактеріородопсин. При видаленні з середовища солей клітинна стінка розчиняється, а ЦПМ розпадається на дрібні фрагменти, при цьому ділянки мембрани червоного кольору дисоціюють, а пурпурні бляшки зберігаються і можуть бути отримані у вигляді окремої фракції (Кузнецов, 1970).
Генетичний матеріал екстремальних галофили представлений у вигляді основної і новин ДНК. Останні становлять від 11 до 30% всієї міститься в клітинах ДНК і складаються з замкнутих кільцевих молекул. Основна і сателітні ДНК розрізняються нуклеотидним складом: молярне ГЦ-зміст основної ДНК - близько 66-68, а сателітних - 57-60%. Високий рівень сателітних ДНК - унікальна риса організації генетичного матеріалу екстремальних галофили, значення якої поки не ясно. Передбачається, що сателітні ДНК - не еф, а складова частина генома цих бактерій (Овчинников, 1982).
Екстремальні галофили мають складні харчові потреби. Для зростання більшості видів до складу середовищ повинні входити дріжджовий екстракт, пептони, гідролізат казеїну, набір вітамінів. Високою вимогливістю до середовища відрізняються представники родів На l оbacterium і На l ососсus. Основним джерелом енергії та вуглецю служать амінокислоти і вуглеводи. Метаболізм глюкози здійснюється за модифікованим шляху Ентнера-Дудорова, що відрізняється тим, що глюкоза без фосфорилювання окислюється в глюконова кислоту. Остання перетворюється в 2-кето-З-дезоксіглюконовую кислоту, яка розщеплюється на два С3-фрагмента: пировиноградную кислоту та гліцериновий альдегід. З гліцеринового альдегіду в результаті декількох ферментативних перетворень також утворюється піровиноградна кислота. Подальше її окислення відбувається в замкнутому ЦТК.
Основний спосіб отримання енергії екстремальними галофили - аеробне дихання. У ЦПМ виявлені цитохроми b, с, а також цитохромоксидази о-типу (Лялікова, 1970). Електрони в дихальний ланцюг надходять з НАД-залежних дегідрогеназ. В анаеробних умовах в темряві джерелом енергії може служити анаеробне дихання з використанням NO3-в якості кінцевого акцептора електронів, а також процес зброджування аргініну та цітруліна. Світло служить додатковим джерелом енергії, апарат для використання якого підключається при нестачі O 2.
Використовуваний галобактеріямі механізм перетворення сонячної енергії в енергію хімічних зв'язків, придатну для використання в біологічних процесах, відрізняється від механізму фотосинтезу в рослинах і зелених водоростях, що містять хлорофіл. Для цієї мети в галобактеріях використовується бактеріородопсин - речовина, схоже на родопсину, що забезпечує зорове сприйняття у людини і тварин. У клітинах Н. salinarium та деяких інших галобактерій виявлено 3 фотоактивних пігменту, всі вони ретінальсодержащіе білки. Один з них, названий сенсорним родопсину (5-родопсин), забезпечує фототактіческую реакцію бактерій. Червоний та жовто-синій світло діють на них як атрактанти, синій і УФ - як репеленти. S-родопсин існує у двох спектрально різних формах, кожна з яких зазнає фотохімічні перетворення. Поглинання фотона червоного світла приводить до генерування сигналу, по якому бактерії починають переміщатися в напрямку до джерела світла. При поглинанні фотона синього світла спостерігається протилежна реакція. Максимальний ефект в обох випадках досягається при довжині хвилі 565 і 370 нм відповідно. Фотосенсорная реакція забезпечує оптимальну для клітин галобактерій просторову орієнтацію. Клітини залишають області, в які проникає згубний короткохвильове випромінювання і за допомогою джгутиків або газових вакуолей концентруються в зонах зі сприятливим для них світловим режимом. Цим досягаються і оптимальні умови для фотофосфорілірованія, так як область спектра, викликає позитивну тактичну реакцію, і спектр поглинання фотосинтетичного пігменту збігаються (Шлегель, 1987).
Тривалий час вважали, що без участі хлорофілу фотосинтез не можливий. Здатність деяких екстремально галофільних археобактерій здійснювати фотосинтез бесхлорофілльного типу була виявлена ​​на початку 70-х рр.. XX ст. Д. Остерхельтом і В. Стокеніусом, ідентифікували в ЦПМ Halobacterium salinarium бактеріородопсин - білок, ковалентно зв'язаний з каратиноидов, і показали здатність цього білка до світлозалежною перенесення протонів через мембрану, що приводить в кінцевому підсумку до синтезу АТФ. Фотофосфорілірованіе, виявлене у цих архей, - єдиний приклад перетворення енергії світла в хімічну енергію АТФ без участі електронно-транспортного ланцюга.
Використання світлової енергії для створення трансмембранного градієнта протонів відбувається за участю бактериородопсина і не пов'язане з перенесенням електронів по ланцюгу переносників. Цей хромопротеїнів з молекулярною масою 26 кДа містить поліпептидний ланцюг, побудовану з 248 амінокислотних залишків і на 75% складається з а-спіральних ділянок. Останні утворюють 7 тяжів, орієнтованих перпендикулярно площині мембрани. Ретиналь розташований паралельно площині мембрани і, отже, перпендикулярно білковим тяжам. Зв'язок між ретиналь і поліпептидного ланцюгом здійснюється через Шіффово підставу, утворене в результаті взаємодії альдегідної групи ретиналя з е-аміногрупи 216-го лізінового залишку.
Шіффово підставу в темряві знаходиться в протоновану формі. Поглинання кванта світла бактеріородопсин викликає зміну конформації ретиналя і призводить до відщеплювання Н + від Шіффова підстави.
Бактеріородопсин, в молекулі якого Шіффово підстава знаходиться в протоновану формі, поглинає світло з довжиною хвилі 570 нм, а в депротонованої - при 412 нм. Протон, що відокремився на світлі від Шіффова підстави, переходить в позаклітинний простір, а Н +, протонірующій Шіффово підставу, поглинається з цитоплазми. Таким чином, під дією світла бактеріородопсин «перекидає» протони з одного боку мембрани на іншу. У результаті роботи циклічного механізму, який отримав назву бактеріородопсіновой протонної помпи, при висвітленні по різні сторони мембрани виникає градієнт концентрації Н +, що досягає 200 мВ, у створенні якого беруть участь електричний і хімічний компоненти. Розрядка А (1H + за допомогою Н + - АТФ-сінтазьг призводить до синтезу АТФ (Гусєв, 2003).
Незважаючи на уявну простоту, очевидно, що бактеріородопсіновая протонна помпа являє собою складну систему. Перш за все, шлях, який повинен пройти Н +, щоб перетнути мембрану, становить не менше 5 нм, тобто значно перевищує відстань, на яку він може бути перенесений при будь-якому конформаційні зміни ретиналя. Це означає, що поглинання кванта світла повинно приводити до виникнення напруженої конформації всього бактеріородопсінового комплексу, яка є в подальшому джерелом енергії для перенесення Н + проти електрохімічного градієнта. В організації такого перенесення беруть участь орієнтовані поперек мембрани а-спіральні тяжі та мембранні ліпіди, формують протонні канали, природа і механізм дії яких поки не відомі.
Всі ці дані говорять про відособленість групи галофільних мікроорганізмів, їх особливому еволюційному шляху, про їхню унікальність та необхідності вивчення даних мікроорганізмів, що мешкають в солоних озерах, грунтах та інших субстратах (Власов, 1973).

1.3 Формування умов середовища проживання мікроорганізмів

Середовищем існування для мікроорганізмів у водоймах є вода і донні опади. Між ними існує постійний обмін речовини й енергії. Тому формування умов середовища носить взаємозалежний характер (Кузнецов, 1970; Горленко та ін, 1977; Романенко, 1985).
Формування природної води визначається взаємодією ряду факторів: гео особливостей окремих ділянок земної кори, що утворилася протягом тривалої геологічної історії, сучасної фізико-географічної обстановки, взаємодією породи, води, газу і живих організмів (Самаріна, 1977; Крамаренко, 1983). Випробовуючи вплив комплексу фізико-географічних чинників та гравітаційного поля Землі, всі води підпорядковуються закону гідрохімічної зональності, яка виявляється як за площею, так і по вертикалі водного шару (Самаріна, 1977). Суть цього закону полягає в тому, що з переходом від кліматичних зон надлишкового та нормального зволоження (гумідної клімат) до зон убогого і малого зволоження (арідний клімат) змінюються параметри хімічного складу озерної води. У степовій і напівпустельній зонах, де відзначається більш посушливий клімат, ніж в лісовій та тундрової зонах, замість прісних озер зустрічаються солонуваті і солоні озера (Алабишев, 1932; Кузнєцов, 1970).
Велике значення на формування складу озерних вод надають кристалічні породи, що складають позитивні форми рельєфу (Горленко та ін, 1999). У процесі їх хімічного вивітрювання, що протікають безупинно й у величезних масштабах в природі, утворюються розчинні солі. Найбільшою розчинністю володіють плагиоклази, потім калієво-польові шпати і найменшою - кварц (Самаріна, 1977). У аридної і полуарідних зоні (рН> 7) у процесі хімічного вивітрювання польових шпатів ряд катіонів (К +, Ка +, Са 2 + та ін) частково видаляються в системі, де утворюється глинистий матеріал. Утворені карбонатні і гідрокарбонатні солі лугів і щелочеземель переходять в розчин, які надають воді відповідну реакцію.
Склад озерних вод багато в чому визначається типом її харчування. Водно-сольове живлення озера отримують за рахунок грунтових вод і тимчасових дощових потоків. Грунтові води за складом різні, частіше переважають гідрокарбонатні. Загальна сума солей досягає до 2,5 г / л.
Великий вплив на формування і режим озер надає багаторічна й сезонна мерзлота. Вона підвищує рівень грунтових вод, прискорює процес засолення грунтів, а, отже, і накопичення солей в озерах.
Для безстічних водойм степових районів роль атмосферних опадів у складі озерних вод виявляється лише в багаторічному циклі (Богданова, 1973). Води цих опадів мають низьку мінералізацію. Кількість солей, що вносяться атмосферними опадами на дзеркало озер, становить 0,01-0,50%. Незначна потужність снігового покриву в степах зумовлює малу роль снігу у водно-сольовому балансі безстічних озер. Свежевипавшій сніг має мінералізацію 0,01-0,03 г / л. Талі води і тимчасові весняні потоки функціонують дуже короткий час, частіше у другій половині квітня, і спостерігаються не кожен рік. Ці води характеризуються вмістом солей до 0,01-0,60 г / л. Склад їх гідрокарбонатно-натрієва і кальцієвий.
Дощові води більш концентровані, ніж снігові опади. Вони мають гідрокарбонатно-натрієва, кальцієвий або магнієвий тип (Богданова, 1973). Загальна сума солей їх складає 6-150 мг / л.
В умовах аридного клімату формування хімічного складу води та опадів характеризується складністю процесів, що протікають у водоймах. У цих безстічних озерах витрата води здійснюється шляхом випаровування і превалює над його припливом, що обумовлює концентрування розчину. Загальна сума солей, які формуються ропних озер, нерідко досягає сотень грамів на 1 літр . Найбільш важливим у гідрохімії цих озер є насичення їх у процесі концентрування поруч легко воднорастворімих солей, внаслідок чого солі переходять у тверду фазу, і встановлюється рівновага.
При кристалізації виділяються в першу чергу найменш розчинні солі. Склад солей ропних озер дуже різноманітний, оскільки формуються солі (мінерали) з неоднаковим кількістю кристалічної води, подвійні та потрійні солі і т.д. Найбільш поширеними є NaС1 - галіт, NаСl * Н 2 O - гідрогаліт, Nа 24 * 10Н 2 O - мірабіліт, Nа 2 СO 3 - сода, Na 2 СO 3 * NаНСO 3 * 3Н 2 O - трону, КСl * MgСl 2-карналіт,2 SO 4 - тенардіт, МgSO 4 * 7Н 2 O - епсоліт, СаSO 4-2Н 2 O - гіпс та ін (Алабишев, 1932; Кузнєцов, 1970).
Важлива роль у формуванні хімічного складу води належить біогенним процесам. Живі організми витягують солі з води навіть при дуже малих його концентраціях або осаджують такі елементи, як Са 2 +, у вигляді карбонатів шляхом зміни фізико-хімічних властивостей самої озерної води. Найінтенсивніше біологічні процеси здійснюються в "малих озерах". У таких водоймах, що добре прогріваються і аерованих, найбільш активні біохімічні процеси, зумовлені живими організмами. Основна частина привносу біогенних речовин у водойми пов'язана з кругообігом вуглецю і сірки, в процесі якого залучаються, перш за все, головні компоненти води - SO 4 2 -, СОз 2 - і НСОЗ 2 -. У результаті біологічного кругообігу в водоймах присутні різні форми вуглецю (СО 2, Сорг, СОз 2 -, НСО з-, СН 4) і сірки (SO 4 2 -, сірка білка, Н 2 S, вільна S), мінливі карбонатна і сульфідні рівновагу, а також зміст пов'язаних з ними рівновагами речовин. Утворені продукти в процесі деструкції ОР (Н 2 S, S, СН 4, СO 2) частково виходять із загального кругообігу речовин - надходять в атмосферу або консервуються у вигляді мінералів, наприклад FеS, або беруть участь у подальшому круговороті речовин, визначаючи особливості газового складу води (Самаріна, 1977).
У газовому складі озерних вод основну роль грають гази атмосфери, з якими озерні води знаходяться в тісному контакті, і гази біохімічного походження. В озерах Забайкалля, що розрізняються за трофності, інтенсивність газовиділення була 400 мл газу / (м2 добу.) (Озеро Іван) і більше 2 400 мл / (м на добу.) (Озеро Іргень) (Тополов, 1991). Компонентний склад газу в озерах був однаковий і складався з N 2, СН 4, Н 2, СO 2, O 2. Концентрація N 2 і СН 4 в досліджених озерах переважала над рештою газами. Зміст СO 2 і O 2 визначалося сезонними змінами. Концентрація Н 2 в газовому складі було найменшим, або було відсутнє в певні сезони року. Сезонний хід газовиділення у всіх досліджених Іваново-Арахлейскіх озерах було однаковим: в кінці періоду відкритої води і на початку підлідного періоду (серпень-грудень) був присутній метаново-азотний газ. Зміст СН 4 в пробах сягало до 90%. В кінці підлідного періоду і на початку періоду відкритої води (грудень-травень) - азотно-метановий газ. Інтенсивність газовиділення в Іваново-Арахлейскіх озерах корелювала з чисельністю бактерій в опадах та вмістом у них ОР. У прибережній зоні озер щільність бактеріального населення та інтенсивність газоутворення були вище, ніж у центральній частині озера. Міжрічні зміни складу газу були несуттєвими.
У межах однієї географічної зони сольовий склад озерної води протягом року не є постійною величиною, тому що майже кожен елемент в тій чи іншій мірі бере участь у кругообігу речовин у водоймі. Надходження солей у водойму залежить не тільки від підтікання ззовні з поверхневими і грунтовими водами, але і багато в чому визначається дифузією з мулу (Тополов, 1991).
Активність бактеріальних процесів і сольовий склад ропних озер багато в чому визначається температурою навколишнього середовища. Зі зниженням температури води восени і до повного його заморожування взимку відбувається осадження солей згідно їх евтектичним точкам.
Природна вода є багатокомпонентної системою, в якої точки кристалізації, стадії метаморфізації хімічного складу можуть більш-менш зміщуватися від емпіричних даних для простої системи. Так, Na 2 SO 4 і КСl кристалізуються з простих розчинів при t =- 1,2 ° С і t =- 10,6 С, а з морської при t =- 8,2 С і t =- 34,2 С відповідно. Таким чином, в ропних озерах на температуру кристалізації солей впливають солі з болeе низькими їх значеннями, що в цілому визначає зниження температури замерзання всього розчину (Власов, Філіппова, 1973; Стрижова, Орлик, 1991).
З підвищенням температури навесні і таненням льодів на озерах багато солі (сода, гідрогаліт та ін) переходять в розчин. У результаті річних змін в озерах протікає циклічний процес: коша - розчинення, розчинення - садка і т.д. Нерідко цикл повністю не замикається, і частина солей, як правило, це мірабіліт, залишається не розчиненої, у вигляді твердої фази. Новосадка - свежеосажденная сіль, яка випала протягом даного року - дуже пухка і іноді викидається хвилями, утворюючи вздовж узбережжя озера вали солі (Власов, Філіппова, 1973).
При тривалій аридности клімату новосадка ущільнюється і переходить в старосадку, яка при подальшій перекристалізації (освіта більш стійких мінералів) та ущільненні перетворюється на кореневу сіль. Пластові відкладення солей, у складі яких виявлені мірабіліт і гідрогаліт є на озерах Дабас-нур, Борзінський, Цаган-Нор, Бабине і ін Потужність кореневого шару сягає до 1,05 м (Власов, Філіппова, 1973)
Періодичне осадження і розчинення солей в різні сезони року, безсумнівно, впливають на фізико-хімічні показники води, такі як мінералізація, рН, солоність, загальна лужність і т.д. У зимовий період-листопад - березень - відбувається підлідна садка солей. Озеро Горбунка взимку 1994-1995рр до дна не промерзало (Кулирова, 1999). Внаслідок осадження СОз 2 - і НСОЗ--іонів і високої концентрації СО 2 у воді значення рН були низькими в порівнянні з іншими сезонами року. Показник кислотності води в озері Горбунка в січні становила 8,7, в озері Ножів - 7,3 (Кулирова, 1999). Навесні з квітня по травень з переходом водорозчинних солей підвищується загальна лужність, значення рН води і солоність. Влітку і на початку осені на досліджуваній території спостерігається підвищення мінералізації озерних вод, обумовлене високою температурою повітря і незначною кількістю опадів. У серпні спостерігається опріснення озер і зниження загальної суми солей у воді. На початку жовтня починається період льодового покриття, що супроводжується садкой мірабіліту та інших солей (Франк-Каменецький, 1932; Власов, Філіппова, 1973).
Насиченість води ропних озер поруч солей та наявність твердої фази, порівняльна бідність їх живими організмами призводять до того, що головними в гідрохімії ропних озер є процеси, пов'язані з рівновагами типу тверда речовина (солі) - розчин, при підпорядкованому значенні біохімічних реакцій (Самаріна, 1977 ).
Біохімічні процеси, що протікають в "малих" озерах в різні сезони року неоднакові і обумовлюють вертикальну стратифікацію води. Невелика глибина і хороша прогреваемость в літній час посушливому сезоні, починається випадання солей з ропи. Таким чином, донні відкладення солоних озер формуються під впливом трьох факторів одночасно: геологічного, біохімічного та фізико-хімічного. Вони проявляють себе по-різному в різний час. Навесні в освіті опадів переважає геологічний фактор, влітку - домінує біохімічний чинник, ближче до осені зазвичай на перше місце висувається фізико-хімічний фактор. У зимовий же час значення геологічного і біохімічного факторів мізерно (Перфільев, 1972).
Таким чином, як солеутворення, так і ілообразованіе протікають закономірно, послідовно змінюються фазами протягом річного циклу. Отже, кожен рік характеризується зміною візуально помітних сезонних прошарків - микрозон: мінеральної, органічної і сольовий, а в сукупності вони утворюють відкладення одного року. Ця потрійна природа річного шару не завжди виступає з достатньою ясністю, оскільки не у всіх озерах проявляють себе всі три фактори. Чергування в опадах мінеральних озер мулових і сольових відкладень свідчить про періодичну зміну клімату. Освіта мулів пов'язане з зволоженням клімату; накопичення кореневої солі вказує на настання тривалого або більш короткочасного періоду сухого і жаркого клімату. Таким чином, можна визначити вік водойми, так як процес ілообразованія здійснюється шляхом формування сезонних шарів-микрозон, а в основі процесу галогенеза лежить утворення річних прошарків солі, товщина яких вимірюється в сантиметрах.

1.4. Продукція і деструкції органічної речовини мікроорганізмами

У солоних озерах безперервно протікають процеси утворення і розкладання ОВ за участю різних фізіологічних груп бактерій. У таких водоймах високі значення мінералізації обмежують розвиток вищих форм життя (Заварзін і ін, 2000). Первинними продуцентами в них є ціанобактерії, фототрофні і хемолітотрофние бактерії (Герасименко та ін, 1993). У синтезі автохтонного ОВ в високомінералізованих озерах Африканського рифту, у солонуватих лужних озерах Туви і Бурятії беруть участь ціанобактерії роду Synechocyctis, Рhormidium, Оscillatoria, Spirulina, Aphanothece, Rhabdonema та ін (Дубінін, 1995; Герасименко, 1996; Заварзін і ін, 1999).
При сприятливих екологічних умовах бентосні співтовариства мікроорганізмів утворюють шаруваті освіти - мікробні мати. Висока щільність мату (1,383 ± 0.007 г/см3) виключає його спливання з дна. Щільна шкіряста плівка галофільних мату обмежує взмучивания, і вода залишається прозорою при найсильніших заворушеннях (Герасименко, Заварзін, 1993). У ціано-бактеріальному мате солоноватого озера Хілганта, товщиною 10 мм , Розрізняють 4 шари, розділених мінеральними прошарками. У верхньому шарі виявлено ціанобактерій роду Phormidium molle і Мicrocoleus, Aphanothece salina і Веggiatoa, в 3-му шарі-домінували Chromatium, Rhodopseudomonas, в 4 шарі - бактерії зустрічалися рідко, але збережені клітини ціанобактерій мали нормальну ультраструктуру (Заварзін і ін, 1999) . Мінеральні прошарку в основному були представлені СаСОз, СаSO 4, гідротроілітом.
У ціанобактеріальних матах лагун Арабатської коси (озеро Сівгш) з солоністю від 16 до 20%, домінує Мicrocoleus chtonoplaster, а при підвищенні солоності - Aphanocapsa salina і зелена мікроводорость (Бонч-Осмоловський та ін, 1988).
Розвиток пурпурних бактерій є однією з характерних рис мікробного співтовариства солоних озер. Вони утворюють анаеробний окислювальний фільтр, який працює на світлі у відсутності O 2. Масовий розвиток їх робить найбільш значними у вторинній продукції ОВ, сполученого з регенерацією сульфату шляхом окислення H 2 S, який утворюють сульфатредуктори (Заварзін, 2000). Типовими представниками пурпурних бактерій алкалофільних і галофільних спільнот є бактерії роду Ectothiorhodospira, що відкладають краплі сірки поза клітини в процесі окислення Н 2 S до сульфатів. Крім Н 2 S вони можуть окисляти та H 2 і ацетат.
Одним з постійних показників біологічної продуктивності водойм є концентрація фотосинтетичних пігментів у планктоні.
Так, за концентрацією хлорофілу "а" можна судити про загальну біомасі і про продукцію фітопланктону, яка зазвичай корелює з первинною продукцією (Герасименко, Заварзін, 1993). Відповідно до концентрацією хлорофілу "а" розрізняють такі групи озер (Бульйон, 1983).
Крім автохтонного ОВ у водойми надходить алохтонні ВВ з прибережних ділянок у вигляді рослинного опаду. Алохтонні і автохтонне ОВ надалі піддається різноманітним перетворенням, загальним підсумком якого є поступове руйнування ОР - його деструкція.
Процес деструкції ОР є найважливішим процесом, що визначає існування біологічного кругообігу елементів у природ і забезпечує стійкість біоценозів.
Мікробне співтовариство водойм отримує ОВ у вигляді розчинених речовин і зважених часток, які складають основну масу залишків. У аеробній зоні, перш за все, використовуються легкодоступні ОВ: мономери вуглеводів, амінокислот, пептиди. Основними кінцевими продуктами процесу є вуглекислота, вода і бактеріальна біомаса.
Більшу частину ОВ мікробні спільноти водойм отримують у вигляді твердофазної мортмасси фотоавтотрофов, що знаходяться у вигляді біополімерів (білки, ліпіди, полісахариди, нуклеїнові кислоти та інші з'єднання). Ці великі, з складну будову молекули не можуть бути утилізовані мікроорганізмами, оскільки вони не здатні проникати через клітинну мембрану. Тому першою фазою розкладання ОВ є деструкція біополімерів до більш простих фрагментів.
Процес деструкції здійснюють спеціалізовані групи мікроорганізмів, що одержали назву гідролітичних. Стратегією гідролітіков є заселення поверхні субстрату і переклад речовин твердої фази в розчин, гидролизуя їх поза клітини під дією відповідних екзоферментів - гідролаз: протеаз, ліпаз, целлюлаз. У поверхневому шарі мулу біополімери минерализуются різними видами мікроорганізмів Caulobacter, Spirillum, Flexibacter і т.д. (Кузнецов та ін, 1985). У результаті процесу "твердофазної ферментації" замість індивідуальних полімерів з'являються уніфіковані мономери (амінокислоти, жирні кислоти, вуглеводи та інших), що надходять у загальний резервуар розчинених речовин. Отримані таким чином мономери засвоюються як самими гідролітікамі, так і іншими групами мікроорганізмів (Прістлі, 1987).
Концентрація утворюються оліго-і мономерів в більшості випадків контролюється синтезом екзоферментів бактерій. При низьких концентраціях вони є індукторами синтезу відповідних екзоферментів, а при високих - репрессором. Тому, більш ефективне розкладання полімерів здійснюється мікробними консорції, які складаються з гідролітичних і діссіпотрофних мікроорганізмів. Діссіпотрофи мають подібну з гідролітікамі фізіологією і метаболізмом, але не здатні до гідролізу полімерів. У мікробному співтоваристві діссіпотрофи використовують утворилися мономери і знижують їх концентрацію нижче порогового рівня, який зупиняє синтез гідролаз (Заварзін, 2000).
Виділені протеолітичні організми з високомінералізованих лужних озер Східно-Африканського рифту групувалися разом з грамнегативними пологами Deleya - Наlоmonas - Paracoccus на рівні самостійних видів в гамма гілки Proteobacteria. Ліполітичні організми відносилися до псевдомонад і були близькі на рівні самостійних видів до Pseudomonas, а штам з озера Натрон належав до роду Stenotrophomonas. Невелика група штамів була віднесена до групи ентеробактерій Vibrio / Alteromonas. Грампозитивні організми, в тому числі ліполітичні, ставилися до роду Васillus (Заварзін і ін, 1999).
Для соляних чеків содового комбінату озера Магаді виділені галоалкалофільние археї Natronobacterium і Natronococcus, що займають певну трофічну позицію, користуючись концентруванням ВВ при випаровуванні розсолу з його гинуть мікробним населенням (Заварзін і ін, 1999). Вони є мешканцями содових водойм і содових солончаків. Мілководні безстічні водойми відчувають величезний вплив зміни кліматичних умов, і більшість з них є пересихаючими водоймами. У таких озерах зустрічаються спорові організми тому вони мають переживають стадії, що витримують висушування у сільномінералізован ¬ ном грунтовому розчині. Це, перш за все, спороутворюючі бацили - В.lentus - В.firmus, серед алкалофільних - грамнегативний вид В.horti.
Також в розкладанні ОВ в аеробній зоні беруть участь алкалофільние стрептоміцети, коринебактерії, мікрококи, псевдомонади. Виділені органотрофние копіотрофи використовують всі природні субстрати, серед них пептон, глюкоза, дріжджовий екстракт, казеїн, оливкова олія, целлюпоза, крохмаль (Заварзін і ін, 1999).
У мілководних солоних озерах аероби повністю поглинають кисень в 2 - 3 мм від поверхні осаду, забезпечуючи анаеробні умови (Заварзін, 2000). Тому в цих водоймах анаеробна деструкція грає першорядну роль в розкладанні мортмасси ціанобактерій. Облігатні анаероби умовно можна розділити на 2 групи: первинні анаероби, які не потребують зовнішнього стоці електронів, і вторинні анаероби, які можуть використовувати зовнішні акцептори електронів.
Група первинних анаеробів - анаеробні гідролітікі і діссіпотрофи здійснюють кіслотогенную (водневу) фазу в процесі бродіння за рахунок речовин, одержуваних виключно з субстрату. Тому більшість з них здатне до викиду молекулярного водню, що каталізується виділяє гидрогеназой. Особливості бродіння пов'язані з варіаціями у використанні різних внутрішніх акцепторів водню, що мають термодинамічну обумовленість.
В аеробних умовах повне окислення ОВ до СО 2 і води може здійснюватися самими гідролітікамі і діссіпотрофамі. В анаеробних умовах повне розкладання ОВ однією групою мікроорганізмів термодинамічно неможливо, тому що у відсутності такого ефективного акцептора електронів як О 2 виникає проблема регенерації НАД (Ф) Н. Окислення НАД (Ф) Н відбувається тільки при низьких концентраціях водню в середовищі. У анаеробних мікроорганізмів цей процес реалізується різними способами.
У деяких груп бактерій (молочнокислих, пропіоновокислих) процес бродіння ОВ йде без освіти Н 2. Центральним метаболітом біохімічних процесів є піруват, трансформація якої призводить до утворення низькомолекулярних продуктів, переважно органічних кислот. Такі бактерії мають стабільним метаболізмом, не залежних від концентрації Н 2 в середовищі. Однак, при сприятливих умовах (достаток доступних речовин) для розвитку первинних анаеробів може відбуватися накопичення органічних кислот, що призводить до різкого зниження рН середовища, що є консервирующим чинником для анаеробів (Прістлі, 1987).
Інший спосіб анаеробного окислення субстратів з видаленням Н 2 зі сфери реакції та регенерації НАД (Ф) Н здійснюється сінтрофнимі бактеріями. З несбражіваемих сполук вони утворюють ацетат і водень. Ці мікроорганізми не здатні використовувати будь-які інші акцептори електронів крім Н +. Відповідно, їх метаболізм повністю залежить від концентрації цього продукту в середовищі. Сінтрофи розвиваються спільно тільки з Н 2 - використовують анаеробними бактеріями, які здатні споживати Н 2 і тим самим підтримувати його концентрацію в середовищі на низькому рівні. Для різних груп бактерій існує свої порогові значення, до яких вони можуть знижувати вміст Н 2 (Заварзін, Колотілова, 2001). Серед них важливі дві групи бактерій: літотрофние метаногени і сульфідогени. Розвиток сінтрофов обумовлено виграшем вільної енергії за рахунок зменшення концентрації продукту. Сінтрофние відносини найбільш часто зустрічаються при розкладанні малодоступних речовин анаеробними бактеріями (Сіманькова, Ножевнікова, 1989).
Радіоізотопні дослідження в лужних озерах Забайкалля показали високу активність і водневої метаногенеза, але не ацетатного (Намсараев та ін, 1999), тоді як в гіперсолоних озерах домінує метілотрофниі метаногенеза (Жиліна, 1992). В озерах Південного Забайкалля та північних районів Монголії на освіту СН 4 бактеріальним спільнотою використовується до 14.0 мг с/м2 добу (Намсараев, 2003).
Мілководні солоні водойми, незважаючи на відсутність стабільної окислювально-відновної обстановки внаслідок вітрового перемішування водної маси, характеризуються високою інтенсивністю процесів кругообігу сірки. Сульфатредукции в них є домінуючим анаеробним термінальним процесом у руйнуванні ОВ. Як правило, процес протікає в мулових відкладеннях, і лише на ділянках, що знаходяться в вітрової тіні, там, де виникають анаеробні умови, крім того, спостерігається і у водній товщі. За рахунок відновлення сульфатів мінералізуєтся від 0,3 до 35,0 мг Сорг/дм3 мулу на добу (Кузнецов та ін, 1985).

1.5. Різноманітність трофічних зв'язків у мікробному співтоваристві

Трофічна структура мікробного співтовариства визначається взаємодіями між функціональними групами мікроорганізмів. Це обумовлює функціонування спільноти як цілісної системи з шляхами метаболізму, які визначаються термодинамічними закономірностями. З наявного набору функціонально схожих організмів домінують ті кінетичні характеристики, які найбільше відповідають умовам, що складається в співтоваристві (Заварзін, Колотілова, 2001).
Мікробні спільноти існують в різних умовах і сильно розрізняються. Тим не менш, трофічні взаємини між різними угрупованнями мікроорганізмів подібні у загальних рисах (Заварзін, 1993).
Структура мікробних спільнот в чому визначають можливості розвитку первинних продуцентів, причому вимогам стійкості задовольняють тільки оксигенного фототрофні організми. Аноксигенний фототрофи беруть участь або в прямих трофічних ланцюгах з глибинним джерелом Н 2 або Н 2 S, або у вторинній продукції, замикаючи процес деструкції ОР. Розвиток аноксигенний фототрофів забезпечує також повне поглинання світла в співтоваристві, сприяють діяльності бактерій - деструкторів. Фотосинтез визначається реакцією СO 2 + Н 2 O = СН 2 O + O 2, де СП 2 O - символ органічного вуглецю, більш точно відбиваного рівнянням Редфільда ​​(СН 2 О) 106 (NНз) 16 (НзРO 4) 4.
Розкладання мортмасси починають гідролітікі спеціалізовані за певними полімерам. Деструктори біополімерів діляться на дві групи: організми, які розкладають легко гідролізуемие з'єднання (найчастіше аммонификаторов), і організми, що розкладають стійкі полімери клітинної стінки (наприклад, целлюлозоразлагающіе бактерії). Гідроліз останніх йде поза клітини, тому частина їх продуктів, такі як дисахариди, розсіюються і служать субстратом для діссіпотрофов. Типовим прикладом цієї групи в анаеробних умовах є спірохети. Процес деструкції легкогідролізуемих речовин (пектину, крохмалю) йде швидко і з діссіпотрофов виграють організми з більшою швидкістю рoста, що становлять значну частину виділених в чисту культуру організмів-копіотрофов. Переважно вони представлені протеобактерій, що включають більшість грамнегативних організмів з розвиненим періпластом. Якщо гідролітікі обмежені поверхнею гідролізуемих речовин твердої фази, то для діссіпотрофов обмеження обумовлені припливом розсіюються речовин. Істотно, що серед бактерій практично відсутні організми, здатні розкладати лігнін. Більшість бактерій не володіють лігніназной активністю або ж володіють нею в дуже слабкому ступені (Заварзін, 1998).
Кінцевими продуктами обміну первинних анаеробів є несбражіваемие продукти: Н 2, ацетат, ЛЖК. Відповідно використовуваним субстратів виділяють гідрогенотрофние і ацетотрофние організми. Розкладання інших продуктів бродіння, у тому числі спиртів, сумарно позначаються як ЛЖК, включає два варіанти: пряме окислення при достатньому окислювальному потенціалі акцептора або конверсію у водень і ацетат особливою групою сінтрофних організмів.
Можливість використання несбражіваемих продуктів цієї першої фази зазвичай пов'язують із зовнішніми акцепторами електрона: нітратами, окисним залізом і марганцем, сульфатами. Їх здійснюють бактерії, складові угруповання вторинних анаеробів.
Вторинні анаероби використовують лише обмежену кількість простих органічних сполук - лактат, етанол, Н 2 і ін Ключовим процесом при розкладанні несбражіваемих речовин служить міжвидової перенесення Н 2 і пов'язаний з ним ацетогенез. Міжвидовий перенесення Н 2 зумовлює термодинамічну можливість розкладання несбражіваемих речовин, якщо Н 2 видаляється з системи. За рахунок міжвидового перенесення Н 2 існує група сінтрофних організмів. Внутрішнім акцептором Н 2 в системі може служити тільки СО 2. Її відновлення в катаболічних реакціях здійснюють літотрофние організми: метаногени і гомоацетогени. Внутрішньоклітинний обмін їх багато в чому схожий, але в одному випадку продуктом відновлення служить СН 4 по рівнянню 4Н 2 + СО 2 = СН 4 +2 Н 2 О, а в другому - ацетат по рівнянню 3Н 2 +2 СО 2 = СН 3 СООН +2 Н 2 О. Істотна відмінність між гомоацетогенамі і метаногенамі полягає в нижній порогової концентрації Н 2, що досягається в результаті їх діяльності. Для водневих метаногенів ця величина в мезофільних умовах значно перевищує значення, ніж у ацетогенов (Боднар та ін, 1987). Тому водневі метаногени виявляються рушійною силою всього анаеробного розкладання ОВ, забезпечуючи можливість окислення продуктів бродіння.
У спільноті необхідно взаємодію всіх груп, причому гідрогенотрофние метаногени грають роль кінцевого стоку для Н 2, що забезпечує можливість розкладання ЛЖК сінтрофамі. В іншому випадку Н 2 інгібує розкладання ЛЖК. Подібну роль виконують і діссіпотрофи по відношенню до гідролітікам. Тобто в співтоваристві є термодинамічно зумовлені зворотні зв'язки, і регуляторні зв'язку. До регуляторним зв'язків ставитися також і призупинення процесу деструкції ОР мікроорганізмами внаслідок накопичення органічних кислот і зниження рН за рахунок надлишкового надходження легкодоступних вуглеводів.
Ацетат виявляється ключовим продуктом у системі і надходить з декількох джерел: 1) при гідролізі полімерів, таких як вуглеводи, білки, ліпіди, 2) як важливий продукт бродінь; 3) продукт сінтрофов при ацетогенном зсуві обміну; 4) продукт гомоацетатних організмів. Ацетат не робить такого сильного інгібуючої дії на продукують його організми, як водень. Для розкладання ацетату відомий ацетокластіческій метаногенеза, здійснюваний тільки двома родами метаногенів Metanosarcina і Меtanotrix за рівнянням СНзСООН = СН 4 + СO 2. Інша можливість використання ацетату представляє сінтрофное розкладання ацетату подібно ЛЖК з видаленням Н 2 водневими метаногенамі. Розкладання ацетату може здійснюватися за рахунок зовнішніх акцепторів, з яких найбільш вaжни сульфідогенез з Desulfobacter і відновлення Fе (Ш) як пряме, так і сінтрофное (Прістлі, 1987). Таким чином, розкладання ацетату або С2-шлях в анаеробному співтоваристві є ключовим процесом.
У присутності СO 2 розкладання ОВ йде по шляху утворення СН 4. Якщо ж Н 2 не використовується гідрогенотрофнимі метаногенамі в силу будь-яких причин (низька температура тощо), то починає діяти гомоацетатний шунт, в якому гідрогенотрофние гомоацетатние бактерії утворюють ацетат по реакції: ДТ 2 + 2СO 2 = СН 3 СООН + Н 2 O
В умовах надходження сульфату співтовариство розвивається по шляху сульфідогенеза. Вони здійснюють: 1) сток Н 2, забезпечуючи роботу сінтрофов і сприятливий термодинамічний баланс спільноти; 2) використовують лактат, утворений з вуглеводів молочнокислими бактеріями в результаті утримують рН системи не даючи закислен середовищі; 3) група ацетотрофних сульфідогенов використовує ацетат, однак, з деякими запізненням щодо гідрогенотрофних організмів (Заварзін, Колотілова, 2001).
Характерним у взаємодії сульфідогенного і метаногенів спільнот служить існування "неконкурентного С1-шляху". Наприклад, при розкладанні пектину утворюється метанол, відсутня сульфатредукторамі, але окислюється метилотрофних метаногенамі.
Практично всі продукти первинних анаеробів (Н 2, ацетат, ЛЖК) і Н2S як продукт сульфідогенов в фотичного анаеробної зоні можуть бути окислені аноксигенний фототрофів. Утворений сульфат, при окислюванні Н2S, в якому беруть участь фототрофи з гамма-підкласу Протеобактерії або зелені бактерії, може бути знову відновлений. СВБ і аноксигенний фототрофи можуть утворювати досить міцно пов'язані і морфологічно оформлені консорціуми.
Серед організмів окисного фільтра характерні хемолітотрофи і метанотрофами. Окисляються сполуками є СН4 для метанотрофами, Н2 для водневих бактерій, СО - для карбоксідобактерій, NНз - для нитрификаторов, Н2S - для серобактерий, стійкі до окислення соедігенія сірки, як тіосульфат - для тіонових бактерій.
Разом з газоподібними кінцевими продуктами обміну вторинних анаеробів в зону хемокліна надходять і органічні сполуки, переважно ацетат і ЛЖК, які окислюються органотрофамі.
Розкладання ОВ мікроорганізмами призводить до поступового накопичення найбільш важко використовуваних компонентів, які служать попередниками гумусових сполук. Тим не менш, розкладання їх йде і зумовлене діяльністю автохтонної мікрофлори (Прістлі, 1987).
Найбільш важливим кінцевим продуктом в процесі розкладання ОВ для системи трофічних зв'язків є СO 2, використовуваний оксигенного фотоавтотрофамі в аеробній зоні. Вони визначають вхід в систему біогеохімічних циклів реакціями синтезу біомаси та освіти О 2 і конкурують між собою за світло, воду, БіоГая. Розчинне ОВ розкладається під дією гідролаз до СО 2 і Н 2 О і знову включається в кругообіг речовин. Виважена ОВ у водоймах у значній мірі осідає на дно і, внаслідок повільної дифузії О 2, надходить в анаеробну зону. Подальший процес деструкції ОР здійснюється функціональними групами мікроорганізмів, що володіють спеціалізованим набором ферментів.
Таким чином, мікробне співтовариство представляє добре узгоджену систему. Найбільш тісні трофічні взаємодії здійснюються між філогенетично віддаленими видами (Заварзін, 1993).
Просторова організація тісно пов'язана з трофічної і чітко проявляється в бентосних спільнотах, які купують аналогію з тканиною. Принцип кооперативної трофічної зв'язку між функціональними різними групами бактерій полягає в тому, що, продукти обміну одних груп організмів є субстратом для інших (Заварзін і ін, 1999).
Харчування бактерій здійснюється виключно шляхом молекулярної дифузії, рушійною силою якої служить градієнт концентрації речовини навколо клітини. Перенесення речовини від одного організму до іншого пропорційно квадрату відстані. Чим ближче клітини бактерій від джерела живлення, тим ефективніше надходження речовини у клітину. Оскільки в бентосних спільнотах діють функціональні групи бактерій, то для взаємодіючих організмів важливо зближення на мінімальну дифузійне відстань.
Подібний розподіл обумовлено двома протилежними явищами в мікробному співтоваристві: освіта мікроколоній з однорідних організмів у процесі розмноження і необхідність взаємодії різних видів. Це біологічне пристосування визначило структурну організацію в природному співтоваристві, де утворюються угрупування різних організмів часто об'єднаних загальною слизом в мікроагрегати.
Джерело речовини є не єдиним і точковим, а деяке їх число розподілено в тривимірному просторі.
Переміщення клітин бактерій не служить для полегшення надходження поживних речовин, але їх руху з зупинками і хаотичним зміною напрямку руху призводить до дифузії в напрямку субстрату, причому з більш частими зупинками або збільшенням швидкості. Цей механізм створює мікрозони, де бактерії рухаються особливо інтенсивно і утворюють тонкі шари, які можуть досягати декількох сотень мікрон.
Мікрозони створюють наступну розмірну щабель після вимог, обумовлених мінімальними дифузійними відстанями в десятки мікрон.
Особливе значення у мікробному співтоваристві має освіту біологічних пристосувань, що сприяють гетерогенності системи. Одним з важливих є глікокалікс. Функції його можуть бути різні: 1) освіту світлових колодязів для фотосинтезуючих організмів; 2) для утримання на відстані різнорідних організмів; 3) утворення дифузійних каналів; 4) усуспільнення різнорідних організмів і об'єднання їх у морфологічно оформлене співтовариство.
У ціано-бактеріальних матах організми розвиваються не у водно-сольовий середовищі, а в колоїдній матриці. У біоплівці створюється закономірна морфологічна структура - "псевдоткань", складена різноманітними організмами.
Мікрозони пояснюють можливість співіснування, здавалося б, несумісних процесів. У зоні оксигенного фотосинтезу присутні і розвиваються анаеробні мікроорганізми. Звичайним є знаходження анаеробів в аеріруемой шарі грунту. Зовнішній шар сферичної гранули (грудочки грунту) складний аеробними організмами. При достатньому надходженні розчинної субстрату з внутрішньої зони, де розкладається нерозчинне ОВ, і внаслідок повільної дифузії О 2 всередині утворюється анаеробна зона, де може розвиватися анаеробне співтовариство (Прістлі, 1987).

1.6. Використання галофільних мікроорганізмів у промисловості

У галофільних бактерій є унікальні властивості, завдяки яким вони пристосувалися до життя в затоці Кара-Богаз-Гол, озері Баскунчак і солоних озерах Америки і Єгипту. Це єдині живі істоти, що живуть в неживих водах Мертвого моря, що навчилися жити в концентрованому розчині солі під променями спопеляючого ізраїльського сонця. Логічно припустити, що хімічні речовини, які дозволили галобактеріям захистити себе від такої агресивної зовнішньої середовища, повинні бути потужними адаптогенами.
Відмітна властивість галобактерій - наявність у них бактериородопсина, складного молекулярного комплексу, що складається з білка бактеріоропсіна і ретиналя (речовина, що міститься в сітківці ока людини). Якщо перегорнути наукову літературу в пошуках інформації про галобактеріях, можна прийти до висновку, що крім бактериородопсина, який є цінним промисловим сировиною, в них немає нічого корисного, і, судячи з усього, ніяких відкритих наукових досліджень їх впливу на організм людини і тварин не проводилося . Це тим більше дивно, якщо врахувати, що галофільні бактерії використовуються у ряді косметичних засобів в якості біологічно активної добавки (наприклад, серія Dr. Nona).
Крім бактериородопсина, про який вже йшла мова, клітини галофили синтезують білки, нуклеїнові кислоти, каротиноїди (такі, як ксантофилл, бактеріоруберін, бета-каротин), ліпіди (фосфатіділгліцерофосфат, фосфатіділгліцеросульфат), гліцерин, кардіоліпін, гліколіпіди, глікопротеїни, а також вітаміни А , Е, С, бета-каротин, В1, В2, В3, В6, Н, РР.
Ліпіди галобактерій не містять азоту і характеризуються майже повною відсутністю жирних кислот. Мембранні ліпіди представлені в основному фосфоліпідами, жирними спиртами і складними молекулами з дуже довгими назвами. Крім того, в клітинах галобактерій були виявлені сквален, похідні геранієвої масла, бактеріоруберіни, лікопін (каротеноїдів, що володіє більшою антиоксидантну активність, ніж бета-каротин), ретиналь.
Майже всі галофили мають жовту, помаранчеву або пурпурну забарвлення. Це пояснюється високим вмістом в їх тканинах каротиноїдів, які захищають бактерії від шкідливого дії УФ-випромінювання. Вчені університету м. Хіросіми в Японії показали, що бактеріоруберін та інші каротиноїди з 50-ланкою вуглецевими ланцюжками захищають клітини галофили від мутагенних факторів, таких, як УФ-випромінювання, іонізуюча радіація, перекис водню і антибіотик мітоміцін С. Відомо, що в організмі людини і тварин каротиноїди працюють як пастки вільних радикалів, підвищують імунний статус, покращують стан шкіри, благотворно впливають на зір.
Галлофіли багаті бетаїну і ектоінамі. Ці речовини здатні захищати біологічні молекули і живі клітини від екстремальних впливів (заморожування / розморожування, висушування, нагрівання).
Крім того, клітини галофили містять всю різноманітність мінералів Мертвого моря - К, Na, Ca, Mg, Fe, Mn, Zn, P, Cu, Se, Cr і ін Особливо багато в галофили калію, так як висока внутрішньоклітинна концентрація цієї речовини служить іонним противагою концентрованого розчину NaCl в навколишньому середовищі. Чим більше концентрований розчин солі, тим більше калію накопичують клітини галобактерій. При низькій концентрації NaCl клітини галобактерій руйнуються, тому організм людини як середовище існування для них непридатний - серед цих бактерій немає жодного патогенного штаму (Жиліна, 2001).
Отже, досить поглянути на хімічний склад галобактерій, щоб зробити висновок: галофільні бактерії - це унікальні лабораторії біологічно активних речовин, в яких в ролі непогрішимого фармацевта виступає сама природа. Відомо, що природні комплекси біологічно активних речовин засвоюються організмом людини краще, ніж штучно створені суміші вітамінів і мінералів. Це пояснюється тим, що в живих системах біологічно активні речовини діють спільно - одні компоненти відновлюються за рахунок інших, активні сполуки модулюють дію один одного або працюють як кофактори в різних біохімічних реакціях. Не виключено, що серед речовин, які дозволяють галобактеріям адаптуватися до складних умов існування, є невідомі науці речовини, які можуть бути адаптогенами і для людини.
У Росії галобактеріямі в першу чергу почали фізики, яких галобактеріі цікавили виключно як сировина для отримання бактериородопсина. На початку 90-х рр.. російські вчені навчилися вирощувати галобактеріі у водно-мінеральному середовищі і розробили технологію отримання біомаси, збагаченої бактеріородопсин.
Зацікавившись галофільнимі бактеріями, які так щедро насичені каротиноїдами, було встановлено, що в них можуть міститися й інші речовини, винятково корисні для організму людини.
Про це свідчив як хімічний склад галобактерій, так і екстремальні умови життя цих дивовижних створінь. І тоді на підставі попередніх досліджень група вчених фірми "Аксон" розробила оригінальний препарат Баксін на основі ліофілізованої біомаси галобактерій. Експерименти показали здатність Баксіна впливати на процеси, що протікають за участю вільних радикалів, - сповільнювати утворення малонового діальдегіду в гомогенатах печінки, в 2.7 рази знижувати цитотоксичну дію протипухлинного препарату ПХ + В в культурі клітин аденокарциноми людини, більш ніж удвічі знижувати смертність мишей від променевої хвороби, викликаної гамма-випромінюванням (Калюжна, 1999).
Антиоксидантна активність Баксіна, оцінена за його дії на розтерту тканину печінки мишей, склала від 5 до 11 у. тобто на 1 мг препарату, що значно вище антиоксидантної активності вітаміну Е (2 у. тобто на 1 мг препарату).
Токсикологічні дослідження показали, що препарати, що містять ліофілізовану масу галобактерій, не володіють гострою і хронічною токсичністю, дратівливим і алергенним дією, мутагенність, ембріотоксичність, тератогенної дії.
У процесі еволюції галофільні бактерії пристосувалися до життя в концентрованому розчині солі при високій інтенсивності УФ-випромінювання. Це вимагало від них розвитку потужної антиоксидантної системи та інших високоефективних захисних систем. Стійкість галофили до дії пошкоджуючих факторів, унікальний хімічний склад, а також відсутність серед галофили патогенних штамів стали підставою для використання цих мікроорганізмів в якості джерела біологічно активних речовин. В даний час вітчизняні препарати, що містять ліофілізовані галобактеріі (Баксін і мазь баксіновая), пройшли випробування на ефективність і безпека в умовах in vitro та in vivo. Доведено антиоксидантну і радіопротекторну дію Баксіна. Отримано дозвіл на застосування Баксіна в якості харчової добавки на території РФ, а також дозвіл на використання баксіновой мазі в ветеринарії.
Крім використання в медицині, існує можливість застосування біополімерів як керованих світлом або електричними імпульсами модулів комп'ютерних і оптичних систем (Калюжна, 1999).
Значний інтерес у зв'язку з цим становлять білки, основна функція яких пов'язана з трансформацією енергії світла в хімічну в різних фотосинтетичних системах. Найбільш вірогідним кандидатом серед них є світлозалежна протонний насос - бактеріородопсин (БР) з галофільних мікроорганізму Halobacterium salinarum (раніше Halobacterium halobium), відкритий в 1971 році (Звягінцев, 1999).
Бактеріородопсин - ретиналь-який містить генератор протонного транспорту є трансмембранний білок в 248 амінокислот з молекулярною вагою 26 кДа, пронизливий мембрану у вигляді семи -спіралей; N-і C-кінці поліпептидного ланцюга знаходяться по різні сторони цитоплазматичної мембрани: N-кінець звернений назовні , а C-кінець - всередину клітини.
БР міститься в клітинній мембрані H. salinarum - галофільних архебактерии, яка живе і розмножується в солоних болотах і озерах, де концентрація NaCl може перевищувати 4 М , Що в 6 разів вище, ніж у морській воді (~ 0,6 М ). Цей унікальний білок багато в чому подібний до зорового білка родопсину, хоча їх фізіологічні функції різні. У той час як зоровий родопсин діє як первинний фоторецептор, який забезпечує темновий зір більшості хребетних тварин, фізіологічна роль БР полягає в тому, щоб давати можливість галобактеріям діяти як факультативних анаеробів у разі, коли парціальний тиск кисню в навколишньому середовищі мало. Білок функціонує як світлозалежна протонний насос, який забезпечує утворення електрохімічного градієнта протонів на поверхні мембрани клітини, який, у свою чергу, служить для акумуляції енергії. Первинна робота, вироблена градієнтом, полягає в синтезі АТФ через анаеробне (фотосинтетичні) фосфорилювання і, в цьому випадку, являє собою класичний приклад хеміосмотічеськой гіпотези Мітчелла про окислювальному фосфорилюванні. Коли освітлення відсутнє, а парціальний тиск кисню високо, бактерії повертаються до аеробного окислювального фосфорилювання (Овчинников, 1982).
Клітини H. salinarum містять також два так званих сенсорних родопсину (СР I і СР ​​II), які забезпечують позитивний і негативний фототаксис. Різні довжини хвиль прочитуються СР I і СР II як детекторними молекулами, що викликає каскад сигналів, керуючих жгутиковим двигуном бактерії. За допомогою такого елементарного процесу світлового сприйняття мікроорганізми самостійно переміщаються в світло відповідного спектрального складу. Крім того, в клітинах є галородопсін (ГР), що представляє собою світлозалежна насос іонів Cl-. Його основна функція - транспорт в клітку іонів хлору, які постійно губляться бактерією, переміщаючись в напрямі зсередини -> назовні під дією електричного поля, створюваного БР.
БР локалізований в ділянках клітинних мембран H. salinarum у вигляді пурпурних мембран (ПМ), створюючих двовимірні кристали з гексагональної гратами. Ці ділянки містять сам білок, деякі ліпіди, каротиноїди і воду. Зазвичай вони мають овальну або круглу форму з середнім діаметром близько 0,5 мкм і містять близько 25% ліпідів і 75% білка. ПМ стійкі до сонячного світла, дії кисню, температурі більш ніж 80єC (у воді) і до 140єC (сухі), рН від 0 до 12, високою іонною силою ( 3 М NaCl), дії більшості протеаз, чутливі до сумішей полярних органічних розчинників з водою, але стійкі до неполярних розчинників типу гексану. Велике практичне значення має існуюча можливість вбудовування ПМ в полімерні матриці без втрати фотохімічних властивостей.
Унікальні властивості бактериородопсина забезпечують широкий діапазон технічних програм, в яких він може використовуватися, проте комерційно здійсненні на сьогоднішній день тільки оптичні, оскільки їх інтеграція в сучасні технічні системи найбільш проста (Прістлі, 1987).
Оптичні програми засновані на застосуванні плівок БР - полімерних матриць різного складу з включеними в них молекулами білка. Вперше в світі такі плівки на основі дикого типу БР були отримані і досліджені в нашій країні в рамках проекту "Родопсин"; в 80-х роках була продемонстрована ефективність і перспективність застосування таких матеріалів, названих "Біохром", в якості фотохромних матеріалів і середовища для голографічного запису.
Вельми цікавою є можливість варіювання фотохімічних властивостей плівок БР:
1. заміною природного хромофора на модифікований;
2. хімічними (фізико-хімічними) впливами;
3. точковими замінами певних амінокислотних залишків методами генетичної інженерії.
Такі модифіковані матеріали можуть володіти цінними специфічними властивостями, що зумовить їх використання як елементної бази біокомп'ютера.

1.7 Опис досліджуваного водойми

Об'єктом дослідження стала вода з водоймища антропогенного походження - Мармурове озеро (народна назва), розташований в Ахтубінськ р-ні, Астраханській обл. Відомо, що цей техногенний водойму виник в результаті видобутку гіпсу. Видобуток гіпсу здійснюється з 1931 р . в результаті розробки гіпсу утворився кар'єр глибиною 42 м . Кар'єр є місцевим базисом ерозії, на його схилах активно проявляються ерозійні і гравітаційні процеси, що сприяють обвалення Хвалинскій супісків, суглинків, що перекривають гіпси. Гіпс добувають за допомогою щоденних вибухових робіт, в результаті яких відбувається руйнування гіпсу і стає можливим його транспортування до заводу. Вибухи викликають детонацію грунтів, що призводить до обвалення склепінь над пустотами та освіти на денній поверхні осідань, воронок. Особливо активно цей процес проявляється на захід і південний захід від кар'єру на місцевості з великим нахилом, зверненим до озера.
У процесі розробки родовища в гіпсовому кар'єрі був розкритий водоносний горизонт на глибині 42м (абсолютна відмітка - 15м). Для відведення грунтових вод поблизу кар'єру з півдня від нього викопали неглибокі канали (0,5 - 0,7 м) шириною до 1м. Однак процес відкачування виявився неефективним, і канали закинули. У зв'язку із значним ухилом поверхні від кар'єру в бік озера (20м на 1кг) по занедбаних каналах активно проявляється регресивна і глибинна ерозія, утворюється промоїни глибиною до 1,5 - 2,8 м . У днищах вимоїн вода просочується вглиб, активізує процеси вилуговування і призводить до утворення осідань, численних воронок. Подальше поглиблення воронок приводить до висновку гіпсів на денну поверхню.
Був визначений хімічний склад води Мармурового озера (табл. 1), тому що від хімічного складу води багато в чому залежить видове і кількісне різноманіття мікрофлори.
Таблиця 1
Хімічний склад води Мармурового озера *
Хлориди
233,97 г / л
Загальна мінералізація
383,652 г / л
Жорсткість
2400 мгекв / л
рН
6
* Хімічний склад води визначався в лабораторії заводу ім. Кірова.
Ці дані говорять про дуже високому вмісті хлоридів і про високої мінералізації води Мармурового озера.

Глава 2. Об'єкти і методи дослідження.

З метою виділення і вивчення галофільних мікроорганізмів були відібрані проби води з антропогенного водойми гіпсового кар'єру оз. Мармурове (народна назва). Досліджувалися проби води з оз. Мармурове, а також було поставлено мікроекосистемою імітує оз. Мармурове і через 9 місяців було проведено дослідження проб води з даної екосистеми. Дослідження проводили за допомогою наступних методів: пряме мікроскопування води оз. Мармурове, висів води з даного озера і мікроекосистемою на різні середовища: МПА, пор. Сабуро, пор. Чапека, голодний агар всі дані середовища були приготовані на воді з даного водоймища.
Відбір проб.
Проби води були відібрані з оз. Мармурове в середині літа 2006 р . в пластикові пляшки стерильні.
Методи відбору проб води.
Проби відбирали у попередньо простерилізовані бутлі, ретельно загорнуті в той папірець, в якій вони стерилізувалися. У ці бутлі на відстані 2-х метрів від берега з оз. Мармурове відбирали з поверхні озера воду. Сулії підписали, вказавши час відбору проб, місце від куди проби відібрали, і відправили на дослідження в лабораторію.
Методи відбору проб мулу і гіпсу.
Іл і гіпс відбирали лопаткою, обробленої спиртом, у стерильні скляні банки. Банки підписали і відправили до лабораторії для постановки мікроекосистемою даного озера.
Методи відбору проб рослин.
Рослини з оз. Мармурове відбиралися стерильними пінцетами і містилися у пляшки з водою з цього озера. Пляшки були підписані з зазначенням місця та час відбору проб, і відправлені в лабораторію для постановки мікроекосистемою.
Постановка мікроекосистемою.
Мікроекосистемою була поставлена ​​9 місяців тому, в ній знаходяться всі структурні компоненти оз. Мармурове: вода, гіпс, мул (піщано-глинистий, що має чорні включення і запах сірководню), водні рослини. Перед постановкою мікроекосистемою оз. Мармурове скляний акваріум протерли спиртом. На дно стерильного акваріума поклали мул і гіпс з оз. Мармурове, акуратно налили води і помістили водорості з цього озера. До цієї мікроекосістему періодично додається вода з оз.Мраморное. Після 9-місячної експозиції відбулися измения: з'явився наліт, обростання на стінках акваріума, на листі рослин, наліт завтовшки до 1 см , Зеленого і зелено-коричневого кольору.
Експеримент з виділення різних груп мікроорганізмів з досліджуваної води було розпочато восени 2006 р . Для виділення різних груп мікроорганізмів було вироблено пряме мікроскопування води з оз. Мармурове, а також проведено ряд розведень води оз. Мармурове і мікроекосистемою імітує оз. Мармурове і вироблені мікробіологічні посіви.
Посів проводять глибинним методом, при цьому в стерильну чашку Петрі вносили розведення досліджуваної води і заливали розплавленим і охолодженим до 40-45 ° С агаром. Агар виливали з пробірки в чашку, прямо на посівний матеріал. Негайно за виливанні агар тщателоно змішували з посівним матеріалом шляхом легкого обертального руху чашки по поверхні столу. Агар був розподілений по дну чашки рівним тонким шаром без бульбашок повітря і без не залитих їм просторів. Коли агар в чашках затвердів, чашки перевернули догори дном і такому положенні поставили в термостат на 7 діб при 30 ° С.
Після 7 діб культивування був зроблений перегляд результатів.
Перегляд результатів здійснювали шляхом мікроскопії фіксованих і пофарбованих за Грамом мазків культур мікроорганізмів. Крім цього виробляли вимір мікроорганізмів. Вимірювання проводили, користуючись окулярним мікрометром, значення якого було визначено. Для цього зіставили шкалу окулярного мікрометра з шкалою об'єктного мікрометра, лінієчка якого дорівнює 1 мм і розділена на 100 частин. Отже, одне ділення об'єктного мікрометра одно 0,01 мм , Або 10мк. Об'єктний мікрометр помістили на столик мікроскопа і при тих же збільшеннях, при яких виробляли вимірювання мікробів. Визначили, скільки поділок окулярного мікрометра доведеться на одну поділку об'єктного мікрометра. За встановлення значення поділу надалі користувалися вже тільки окулярним мікрометром, але завжди при одному і тому ж збільшенні мікроскопа.
Після перегляду культур проводився діагностичний тест для визначення належності виділених мікроорганізмів до сімейства Enterobacteriaceae. Ідентифікація мікроорганізмів здійснювалася за допомогою пластини біохімічної, диференціює ентеробактерії «ПБДЕ». Дослідження проводилося у відповідності з інструкцією по застосуванню «ПБДЕ» (додаток 1).

Глава 3. Результати дослідження

На початковому етапі дослідження проводився посів розведень води з оз. Мармурове і мікроекосистемою оз. Мармурове для виявлення галофільних мікроорганізмів різних трофічних груп.
Через 7 днів інкубації в термостаті при температурі 30 ° С був зроблений перегляд колоній, що виросли на даних чашках Петрі. Було визначено загальне число колоній мікроорганізмів в 1 мл води, а також визначена родова приналежність колоній, що виросли мікроорганізмів.
1. Результати дослідження води з оз. Мармурове.
Посів проводився на 4 різні середовища для виділення різних груп мікроорганізмів:
1) Солоний МПА використовувався для виявлення галофільних гетеротрофів, що мешкають в даних екстремальних умовах.
Загальна кількість гетеротрофних мікроорганізмів визначався посівом розведень 10 -1 і 10 -2 на тверду живильне середовище-МПА глибинним способом.
У результаті цього посіву було визначено ОМЧ:
ОМЧ = 1,9 * 10 4 КУО / мл.
На МПА, приготованому на основі води з оз. Мармурове, були виявлені колонії з різними культуральними ознаками. Була проведена мікроскопія фіксованих і пофарбованих по Граму мікроорганізмів з цих колоній та визначено родовий склад мікроорганізмів, що утворюють дані колонії (табл.2).

Таблиця 2
Культуральні та морфологічні ознаки гетеротрофних мікроорганізмів

Культуральні ознаки
Число колоній
Морфологічні ознаки
Можливий рід
1
Колонії круглої форми, з гладкими краями, блискучою поверхнею, слизової консистенції, світло-коричневого кольору
106
Г-довгі бесспоровие палички, 1,0-3,0 * 2,0-3,0 мкм
р. Haloferax
2
Колонія амебоподібним форми з хвилястим краєм, вигнутий профіль, блискуча, що тягнеться консистенції, зерниста, молочного кольору з темно-коричневими включеннями
251
Коки, 0,8-1 мкм, вигляді скупчень неправельную форми.
р. Halococcus
3
Колонія круглої форми з валиком по краю, краї рівні, профеля вигнутий, блискуча, слизової консистенції, молочного кольору, по краю переходить у коричневий.
128
Г + бесспоровие палички, 1,0-1,2 * 1,0-3,0 мкм.
р. Halobacterium
4
Колонії круглі, опуклі, блискучі, слизової консистенції, світло-сірого кольору.
956
Г + спорові палички, 1,3-2,1 * 1,5-3,0 мкм
Bacillus
5
Колонії круглі, глянцеві, з не рівними краями, опуклі, зернисті, жовтого кольору
26
Г + короткі палички, об'єднані в ланцюг, спороутворюючі
Bacillus
6
Колонії неправильної форми, зернисті, глянцеві, жовтого кольору
3
Г + коки, 1,2-1,6 мкм, об'єднані в не довгі ланцюжки
Streptococcus
7
Колонії неправильної форми, плоскі, шкірясті, сірого кольору
23
Г-неутворюючими палички, 1,3-1,6 * 1,8-2,3 мкм
Providencia
8
Колонії темно-бурого кольору, точкові, глянцеві
15
Г-коки, 1,3-15 * 1,6-1,9 мкм
Pseudomonas
2) СР Чапека використовується для виділення грибної мікрофлори.
Посіви зі ср.Чапека проглядалися протягом 20 діб. У даних посівах було виявлено 4 різновиди грибів, і їх загальна кількість на 1 мл води становить 50 КУО / мл. При прямій мікроскопії даних колоній були виділені 2 роду грибів.
1. Колонії бархатистою консистенції, білого кольору по краю, в конідіальной зоні темно-зелені. Не виділяють пігмент в агар. Імовірно даний гриб відноситься до роду Aspergillus.
2. Колонії бархатистою консистенції, білі як по краю, так і в конідіальной зоні, пігмент в агар не виділяють. При мікроскопії був визначений можливий рід даного гриба-Acr е monium.
3. Колонії з дуже сильно розвиненим повітряним міцешіем, жовтого кольору, пігмент в агар не виділяють, при подальшому зростанні набувають сіро-чорне забарвлення. Імовірно даний гриб відноситься до роду Aspergillus.
4. Колонії бархатистою консистенції, сіро-зеленого кольору, пігменту не утворюють. Імовірно відноситься до роду Aspergillus.
5. Колонії бархатистою консистенції, в центрі колонії мають темно-зелене забарвлення, по краях колонії забарвлення яскраво-зелена, ймовірно відноситься до роду Aspergillus.
3) СР Сабуро використовується для виявлення дріжджовий мікрофлори.
Рахунок колоній дріжджів проводився 2 рази: перший раз через 5 діб і другий раз через 10 діб. Всі виросли колонії були прмікроскопіровани, дріжджі були відзначені в деяких з них. На СР Сабуро були виявлені колонії дріжджів, їх зміст в 1 мл = 120 КУО / мл, ці колонії мають круглу форму, гладкі краї, опуклий профіль, блискучі, рожевого кольору. Виробляли мікроскопію фіксованих мазків даних колоній, пофарбованих за Грамом. При мікроскопії були виявлені клітини дріжджів овальної і подовжено-овальної форми, діаметром 6-10 мкм. Крім дріжджовий мікрофлори було виявлено наявність колоній бактерій, але їх зміст не значно.
4) Голодний агар використовується для виявлення оліготрофному мікрофлори водойми.
Через 7 днів інкубації була визначена загальна чисельність оліготрофов в 1 мл води оз. Мармурове ОМЧ = 3,3 * 10 лютого КУО / мл.
При перегляді посівів відзначалися культуральні та морфологічні ознаки колоній, що виросли. Морфологічні ознаки визначалися шляхом мікроскопії фіксованих і пофарбованих за Грамом мазків з досліджуваних колоній (табл. 3).
Таблиця 3
Культуральні та морфологічні ознаки
оліготрофних мікроорганізмів

Культуральні ознаки
Число колоній
Морфологічні ознаки
Можливий рід
9
Точкові колонії, матові, плоскі, сірого кольору.
33
Г-довгі неправильної форми бесспоровие палички, 1,0-3,0 * 2,0-3,0 мкм
Pseudomonas
10
Колонії виїдають агар
Г + бесспоровие палички, 1,3-2,1 * 1,5-3,0 мкм
Halobacterium
11
Колонії точкові, глянцеві, опуклі, помаранчевого кольору
128
Г + коки, 0,5-2,0 мкм, що утворюють скупчення не правильної форми
Micrococcus
12
Колонії круглі з нерівними краями, плоска, рідкої консистенції, молочного кольору
21
Г + бесспоровие палички, злегка зігнуті
Bacillus
13
Колонії круглі з нерівними краями, зерниста, темно-коричневого кольору в центрі, по краю світлі
15
Г-бесспоровие палички, вигнуті, 1,2-1,5 * 2,4-2,7 мкм
Pseudomonas
2. Результати дослідження води з мікроекосистемою імітує оз. Мармурове.
1) МПА використовувався для виявлення галофільних гетеротрофів, що мешкають в даній мікроекосистемою.
Загальна кількість гетеротрофних мікроорганізмів визначався посівом розведень 10 -1 і 10 -2 на тверду живильне середовище - МПА глибинним способом.
У результаті цього посіву було визначено ОМЧ:
ОМЧ = 9,3 * 10 4 КУО / мл.
На МПА, приготованому на основі води з мікроекосистемою оз. Мармурове, були виявлені колонії з різними культуральними ознаками. Була проведена мікроскопія фіксованих і пофарбованих по Граму мікроорганізмів з цих колоній і визначена родова належність мікроорганізмів, що утворюють дані колонії (табл.4).
Таблиця 4
Культуральні та морфологічні ознаки мікроорганізмів, що виросли на МПА з води мікроекосистемою оз. Мармурове

Культуральні ознаки
Число колоній даного типу
Морфологічні ознаки
Можливий рід
14
Колонії круглої форми, з гладкими краями, блискучою поверхнею, слизової консистенції, опуклий профіль, сірого кольору
98
Г-бесспоровие палички, 0,5-1,3 * 1,0-4,2 мкм
Pseudomonas
15
Колонія круглої форми, розміром не більше 0,5 см , Краї рівні, профеля опуклий, блискуча, слизової консистенції, сірого кольору,
962
Г + коки, 0,7-1,5 мкм, одиночні або в парах,
Providencia
16
Колонії точкові, круглі, опуклі, блискучі, слизової консистенції, помаранчевого кольору.
956
Г + коки, 1,0-2,3 мкм,
Micrococcus
17
Колонії круглі, з рівними краями, плоскі, глянцеві, темно-коричневого кольору
214
Г + спорові палички, 0,8-1,2 * 1,3-1,6 мкм
Bacillus
2) СР Чапека використовується для виділення і визначення родової приналежності грибів.
На СР Чапека було виявлено родове різноманіття грибної мікрофлори. Було виявлено 71 колонія грибів за своїми культуральними і морфологічними ознаками різноманітні. Загальна кількість грибів на 1 мл води складає 1,3 * 2 жовтня КУО / мл. При прямій мікроскопії колоній грибів були виділені декілька різних родів.
6. Колонії бархатистою консистенції, білого кольору по краю, в конідіальной зоні темно-зелені, не виділяють пігмент в агар, імовірно належать до роду Aspergillus.
7. Колонії бархатистою консистенції, білі як по краю, так і в конідіальной зоні, пігмент в агар не виділяють. Імовірно відносяться до роду Acremonium
8. Колонії бархатистою консистенції, темно-коричневого кольору в конідіальной зоні, світло-коричневі по краю, не виділяють пігмент в агар. Імовірно відносяться до роду Alternaria.
9. Колонії пухнастою консистенції, в центрі і по краю темно-зеленого кольору, а в середині колонії білого, пігмент не виділяють. Імовірно відносяться до роду Aspergillus.
10. Колонії пухнастою консистенції, желтго-зеленого кольору, пігмент не виділяють, ймовірно відноситься до роду Aspergillus.
3. СР Сабуро використовується для виявлення дріжджовий мікрофлори.
Рахунок колоній дріжджів проводився 2 рази: перший раз через 5 діб і другий раз через 10 діб. Всі виросли колонії були промікроскопірованни, дріжджі були відзначені в деяких з них. На СР Сабуро були виявлені колонії дріжджів, їх зміст в 1 мл склало 2,3 * 3 жовтня КУО / мл, ці колонії мають круглу форму, гладкі краї, опуклий профіль, блискучі, рожевого кольору. Виробляли мікроскопію фіксованих мазків даних колоній, пофарбованих за Грамом. При мікроскопії були виявлені клітини дріжджів овальної форми, діаметром 5-9 мкм. Крім дріжджовий мікрофлори було виявлено наявність колоній бактерій, але їх зміст не значно.
4. Голодний агар використовується для виявлення оліготрофному мікрофлори водойми.
Через 7 днів інкубації проглядалися посіви на голодний агар, при цьому було відзначено, що спостерігається зростання тільки колоній виїдають агар. При мікроскопії фіксованих і пофарбованих мазків було встановлено наявність Г + бесспорових паличок не правильної форми, 1,3-2,6 * 1,4-3,6 мкм, імовірно належать до роду Halobacterium.
3) результати дослідження виділених колоній із застосуванням пластини біохімічної диференціює ентеробактерії.
Перед проведенням дослідження був зроблений попередній пересівання культур на МПБ на 4 год при температурі 37 ° С, потім був здійснюватися пересівання культури на скошений м'ясо-пептонний агар. Посіви инкубировались протягом 24 год при температурі 37 ° С.
Культуру з м'ясо-пептонному агару іспользуовалі для приготування суспензії в фосфатно-сольовому буферному розчині рН 6,0-6,2 і в 4,0 мл стерильного фосфатно-сольового буферного розчину була внесена ісследуемуемая (2-3 петлі) культура до утворення видимої каламутності .
Потім було проведено дослідження культур за допомогою ПБДЕ згідно інструкції (додаток 1).
Через 24 год інкубації пластин при температурі 37 ° С був зроблений облік отриманих результатів. Ідентифікацію культур мікроорганізмів здійснювали з використанням таблиці біохімічних властивостей ентеробактерій, діагностичного «ключа», каталогу кодів. При цьому було встановлено, що дві культури з води досліджуваного водойми відносяться до сімейства ентеробактерій, це культури № 7 і № 15. культура № 7 за отриманими даними біохімічного тесту відноситься до Providencia stuartii, а культура № 15, ймовірно відноситься до виду Providencia alcalifaciens.
У результаті проведеної роботи всі отримані дані по чисельності і по пологовому різноманітності були об'єднані у зведені таблиці 5 і 6.
Таблиця 5
Чисельність груп водних мікроорганізмів оз. Мармурове.
Група мікроорганізмів
Кількість мікроорганізмів у воді оз.Мраморное, КУО / мл
Кількість мікроорганізмів у воді мікроекосистемою оз.Мраморное, КУО / мл
Сапрофіти
1,9 * 10 4
9,3 * 10 4
Оліготрофи
50
1,3 * 10 2
Пліснява
120
2,3 * 10 3
Дріжджі
3,3 * 10 2
-
Таблиця 6
Родовий склад груп водних мікроорганізмів оз. Мармурове
Група мікроорганізмів
Роду мікроорганізмів у воді оз.Мраморное
Роду мікроорганізмів у воді мікроекосистемою оз.Мраморное
Сапрофіти
Pseudomonas Providencia
Bacillus
Halococcus,
Haloferax
Halobacterium
Streptococcus
Pseudomonas
Providencia
Bacillus
Micrococcus
Оліготрофи
Halobacterium
Pseudomonas
Micrococcus
Bacillus
Halobacterium
Пліснява
Aspergillus
Acr е monium
Aspergillus
Acremonium
Alternaria


Висновки
1. З води озера Мармурове виділені мікроорганізми різних трофічних груп, визначена їх чисельність. Виділені мікроорганізми є галофільнимі, так як ростуть на середовищах, приготованих на основі води оз.Мраморное, яка характеризується підвищеною мінералізацією.
2. До складу виділених мікроорганізмів оз. Мармурове входять сапрофітні і оліготрофні бактерії пологів Halobacterium, Pseudomonas, Providencia, Micrococcus, Bacillus, Halococcus, Haloferax, Streptococcus, також у воді даного озера часто зустрічаються цвілеві гриби родів Aspergillus, Acr е monium. Alternaria.

Література
1. Агре Н.С. Археобактеріі. - Пущино, 1988 .- с.241
2. Алабишев В.В. Зональність озерних відкладень. - 1932, Вип. 6. - С. 1-44.
3. Богданова Л.Л. Хімічний склад атмосферних опадів Забайкалля / / в кн.: Геохімія і гідрохімія природних вод східної Сибіру. - Іркутськ, 1973.-С. 207-214.
4. Бонч-Осмоловський Е.А., Заварзін Г.А., Герасименко Л.М., Венецкая С.Л. Дослідження термінальних процесів анаеробної деструкції нагінних мас кладофори в озері Сиваш / / Мікробіологія. - 1988, Т. 57, Вип. 2. - 312 с.
5. Брянцева І.А. Аноксигенний фототрофні бактерії содових озер Південно-Східного Забайкалля. Автореферат на здобуття наукового ступеня канд. біол. наук. - Москва. - 2000, С. 5 - 22.
6. Бульйон В.В. Первинна продукція планктону внутрішніх водойм. -Ленінград: "Наука" ЛО, 1983, 148с.
7. Власов Н.А., Філіппова Г.Р. Фізико-хімічна характеристика мінеральних озер Південно-Східного Забайкалля / / в кн.: Геохімія і гідрохімія природних вод східної Сибіру. - Іркутськ, 1973, С. 3-57.
8. Герасименко Л.М., Дубінін О.В., Заварзін Г.А. Алкалофільние ціанобактерії содових озер Туви і їх екофізіологія / / Мікробіологія, 1996, Т.65, № 6, С.844-849.
9. Герасименко Л.М., Заварзін Г.А. Реліктові ціанобактеріальние співтовариства / / в кн.: Проблеми доантропогенной еволюції біосфери / Відп. ред. д. г. м. н. А. Ю. Розанов. - М.: Наука, 1993, с.222-254
10. Гончіков Г.Г., Намсараев Б.Б. Екстремофіли як клітинні фабрики: молекулярна еволюція, екологія, біотехнологічні перспективи / / журн. Інженерна екологія. -2000, № 1, С.3-13.
11. Горленко В.М. Намсараев Б.Б., Кулирова А.В., Заварзіна Д.Г., Жиліна Т.М. активність сульфатвідновлювальних бактерій у донних опадах содових озер Південно-Східного Забайкалля / / Мікробіологія, 1999, - Т, 68, № 5, С.664-670.
12. Громов Б.В., Павленко Г.В. Екологія бактерій. - Л.: Вид-во ЛДУ, 1989, С. 102-104.
13. Гусєв М.В., Мінєєва Л.А. Мікробіологія.-М.: Изд-во «Академія», 2003, С. 417-423.
14. Дзюба А.А., Тулохонов А.К., Абідуева Т.І., Гребньова П І. Поширення і хімізм солоних озер Прибайкалля і Забайкалля / / журн. Географія і природні ресурси, 1997, № 4, С. 65-71.
15. Дубінін О.В., Герасименко Л.М., Заварзін Г.А. Екофізіологія і видову різноманітність ціанобактерій содового озера Магаді / / Мікробіологія, 1995, Т, 64, С.845-849.
16. Жиліна Т.М., Заварзін Г.А. Нова екстремально-галофільних гомоацетатная бактерія Acetohalobium arabaticum gen. nov., sp. nov. / / Докл. ЛН СРСР. 1990, Т. 311, С. 745-747.
17. Жиліна Т.М., Гарнова Є.С., Турова Т.П., Кострикіна Н.А., Заварзін Г.А. Amphibacillus fermentum sp. nov., Amphibacillus tropicus sp. nov. - Нові алкалофільние і факультативно-анаеробні цукролітичні бацили з озера Магаді. / / Мікробіологія, 2001, Т.70, № 6, С. 825 - 837.
18. Жиліна Т.М., Гарнова Є.С., Турова Т.П., Кострикіна Н.А., Заварзін Г.А. Halonatronum saccharophilum gen. nov. sp. nov. - Нова галоалкалофільгая бактерія порядку Haloanaerobiales з озера Магаді. / / Мікробіологія, 2001, Т.70, № 1, С. 77-85.
19. Заварзін Г.А. Розвиток мікробних спільнот в історії Землі / / в кн.: Проблеми доантропогенной еволюції біосфери. - М.: Наука, 1993, С. 206-220.
20. Заварзін Г.А., Жиліна Т.М., Пікута Є.В. Вторинні анаероби в галоалкалофільних спільнотах озер Туви / / Мікробіологія, 1996, Т. 65, № 4, С. 546-553.
21. Заварзін Г.А., Жиліна Т.А., Кевбріі В.В. Алкалофільное мікробне співтовариство і його функціональна різноманітність / / Мікробіологія, 1999, Т. 68. № 3, С. 579-599.
22. Заварзін Г.А., Жиліна Т.М. Содові озера природна модель древньої біосфери континентів / / Природа, 2000, № 2, С. 45-55.
23. Калюжна М.Г., Хмеленіна В.М., Сузін., Лисенко AM, Троценко Ю.А. Нові метанотрофних ізоляти з лужних озер Південного Забайкалля. . / / Мікробіологія, 1999, Т.68, № 5, С. 677 - 685.
24. Кевбрін В.В., Жиліна Т.М., Заварзін Г.А. Розкладання целюлози алкалофільним анаеробним співтовариством / / Мікробіологія, 1999, Т.68, № 5, С.686-695.
25. Крамаренко Л.Є. Геохімічне і пошукове значення мікроорганізмів підземних вод. -Л.: Недра, 1983, С. 85 - 124.
26. Кузнєцов М.Т., Мурзай Е.М. Озерні стадії розвитку Центральної Азії в четверичная час. Озера полуарідних зони. - М.: Изд-во АН СРСР, 1963, С. 82-88.
27. Кузнєцов СІ. Мікрофлора озер і її геохімічна діяльність - Л.: Наука, 1970, С.21-50.
28. Кулирова А.В. Вплив умов середовища проживання на поширення та активність мікроорганізмів содових озер Південного Забайкалля. Автореферат на здобуття наукового ступеня канд. біол. наук. - Улан-Уде, 1999, С. 5-11.
29. Летунова СВ., Ковальський В.В. Геохімічна екологія мікроорганізмов.-М.: Наука, 1978, З 147 - 152.
30. Лялікова М.М. Роль мікроорганізмів в утворенні і руйнуванні сульфідів у рудних родовищах. - Геологія рудних. мінералів, 1970, № 1, С. 63-73.
31. Мішустін О.М., Ємцев В.Т. Мікробіологія.-М.: Агропромиздат, 1987, З 368.
32. Намсараев Б.Б., Жиліна Т.М., Кулирова А.В., Горленко В.М. Бактеріальне освіта метану в содових озерах Південно-Східного Забайкалля / / Мікробіологія, 1999, Т.68, № 5, С.664-670.
33. Намсараев Б.Б. Функціональна роль мікробних співтовариств екстремальних водних екосистем Байкальської рифтової зони / / Матеріали Всеросійської конференції. Біорізноманіття та функціонування мікробних угруповань водних та наземних систем Центральної Азії. - Улан-Уде: Вид-во БГСХА, 2003, С.99-101.
34. Перфільев Б.В., Габе Д.Р. Вивчення методом мікробного пейзажу бактерій, накопляющее марганець і залізо в донних відкладах / Роль мікроорганізмів в утворенні залізо-марганцевих озерних руд. - М.: Наука, 1964, С.59-82.
35. Пікута Є.В., Лисенко AM, Жиліна Т.М. Поширення Desulfonatronovibrio hydrogenovorans в содових озерах Туви / / Мікробіологія. - 1997, Т.66, С. 262 - 268.
36. Практикум з мікробіології. Під ред. Н. С. Єгорова, МДУ .- 1976. - С.61-65
37. Прістлі Ф. Позаклітинні ферменти мікроорганізмів-М.: Світ, 1987, 115с.
38. Романенко В.І. Мікробіологічні процеси продукції і деструкції органічної речовини у внутрішніх водоймах. - М.: Наука, 1985, С. 293-295.
39. Самаріна BC Гідрогеохімія .- Л.: ЛДУ, 1977, с.285-324.
40. Сіманькова М.В., Ножевнікова О.М. Термофільні гомоацетатное зброджування целюлози комбінованої культурою Clostridium thermocellum і Clostridium thermoautotrophicum / / Мікробіологія, 1989, Т. 58, С. 897 -902.
41. Сорокін Д.Ю., Лисенко AM, Мітюшина Л.Л. виділення і характеристика алкалофільних хемоорганотрофних бактерій, що окислюють відновлені неорганічні сірчані з'єднання до тетратионат / / Мікробіологія, 1996. Т.65, С.370 - 383.
42. Стрижова Т.А., Орлик Л.А. Гідрохімічний режим озера / / Содові озера Забайкалья: екологія і продуктивність, Новосибірськ. Наука, 1991, С. 19-80.
43. Тополов А.А. Донне газоутворення в озерах Забайкалля / Відп. ред. канд. біол. наук Парфьонова В.В. - Новосибірськ .- Наука, 1991, С.44-50.
44. Троценко Ю.А., Хмеленіна В.М. Особливості біології галоалкалофільних метанотрофами. / / Мікробіологія, 2002, Т. 71, № 2, С. 149-159.
45. Франк-Каменецький А.Г. Гуджірние озера Східно-Сибірського краю / / За індустріалізацію Радянського Сходу, 1932, № 2, С. 25-34.
46. Шлегель Р. Загальна мікробіологія, М.: Світ, 1987, С. 556 - 559.
47. Bergey's Manual of Systematic Bacteriology, Baltimore; Hong Kong; London ; Sydney , 1984, 1986, 1989. Vol. 1-4.
48. Gorlenko VM, Bryantseva IA & Kompantseva EI Novel alkaliphilic heliobacteria from southeast Siberia soda lakes environments. In: Abstracts of the Workshop on "Green and Heliobacteria", Urbino , Italy , 1997 - p.6.

ДОДАТОК


МІНІСТЕРСТВО ОХОРОНИ ЗДОРОВ'Я УКРАЇНИ
НАУКОВО-ВИРОБНИЧЕ ОБ'ЄДНАННЯ
ДІАГНОСТИЧНІ СИСТЕМНИЙ
ІНСТРУКЦІЯ
щодо застосування пластини біохімічної, диференціює ентеробактерії «П Б Д Е»
ПБДЕ - система одноразового використання для диференціації мікроорганізмів родини ентеробактерії.
ПБДЕ дозволяє визначити наступні біохімічні властивості: утилізацію цитрату натрію, як у присутності цукру (модифікація цитратної середовища Хрістенсен), так і без нього (модифікація цитратної середовища Сіммонса), малоната натрію, глюкози лактози, маніту, сахарози, інозиту, сорбіту, арабінози, мальтози , освіта індолу сірководню, ацетілметілкарбінола (реакція Фогеса-Проскауера), наявність уреази, β-галактозидази, декарбоксилаз орнитина і лізину, дегідролази аргініну, дезамінази фенілаланіну.
ПБДЕ являє собою панель з 20 конусоподібними лунками, на дно яких нанесено відповідні субстрати з індикатором, стабілізовані полівініловим спиртом. Панель закривається кришкою Панель і кришка виготовлені з полістиролу.
Субстрати з індикаторами вносять у лунки в рідкому вигляді, потім висушують і стерилізують.
Біологічні властивості. Специфічна дія препарату полягає в можливості диференціювати ентеробактерії на основі визначення ферментативних систем за їх дії на відповідні субстрати.
Призначення. Пластина біохімічна-дифференцирующая, ентеробаетері призначена, для визначення ферментативної активності мікроорганізмів родини Еnterobacteriaceae, виділюваних у ході бактеріологічного дослідження, та ідентифікації представників даного сімейства до виду.
Спосіб застосування
1. Приготування розчинів
Фосфатно-буферний розчин (ФБР) рН 6.0-6,2 - для приготування суспензії досліджуваних зразків. Вміст флакона з сухими компонентами ФБР розчиняють в 100,0 мл дистильованої води.
Стерилізують автоклавуванням 30 хв при 0,5 атм, концентрацію водневих іонів рН контролюють на іономір універсальному.
Хлорид заліза - для виявлення наявності фенілаланіндезамінази. Вміст флакона розчиняють у 1,8 мл дистильованої води
Парадиметиламинобензальдегид - для виявлення індолообразованія. Для приготування реактиву Ерліха наважку розчиняють в 1,9 мл 96% етилового спирту, а потім додають 0,4 мл 33% соляної кислоти
α-нафтол - для виявлення освіти ацетілметілкарбінола. Вміст флакона розчиняють у 2,38 мл 96% етилового спирту. Готують ех tеmроrе.
Калію гідроокис - для виявлення освіти ацетілметілкарбінола. Вміст флакона розчиняють у 1,2 мл дистильованої води.
2. Підготовка досліджуваних зразків
Перед проведенням дослідження виділена культура підлягає вивченню на чистоту і приналежність до сімейства Еnterobacteriaceae.
Ідентифікацію культур, що виділяються безпосередньо з нативного матеріалу, провадять із скошеного м'ясо-пептонному агару або з середи Олькеніцкого. Використовують культури, вирощені протягом 18-24 год при температурі 37 ° С, без попереднього підрощування їх на м'ясо-пептонном бульйоні.
Якщо виділена культура мікроорганізму перебувала який-небудь час на зберіганні при кімнатній температурі або в холодильнику, роблять попередній посів її на м'ясо-пептонний бульйон на 2-4 год при. Температурі 37 ° С, потім здійснюють пересівання культури на скошений м'ясо-пептонний агар. Посіви інкубують протягом 18-24 год при температурі 37 ° С.
Культуру з м'ясо-пептонному агару або середовища Олькеніцкого використовують для приготування суспензії в фосфатно-сольовому буферному розчині рН 6,0-6,2 і доводять мутність суспензії до 10 одиниць за галузевим стандартним зразком каламутності бактерійних суспензій, скляному.
За відсутності галузевого стандартного зразка в 4,0 мл стерильного фосфатно-сольового буферного розчину вносять досліджувану (2-3 петлі) культуру до утворення видимої каламутності.
Проведення дослідження
1. Розкривають упаковку.
2. Реєструють на кришці панелі номер засеваемой штаму.
3. Відкривають кришку і розташовують панель на столі.
4. Додають піпеткою по 0,15 мл мікробної суспензії до всіх лунок панелі, крім лунки для
виявлення сірководню (№ 11), куди вносять тільки одну краплю (0,05 мл) суспензії.
5. Заливають лунку для виявлення сірководню (№ 11) 0,1 мл розтопленого й охолодженого до температури (38-40) ° С м'ясо-пептонному агару, що містить 0,6% агару мікробіологічного, і швидко все перемішують кінцем розкопує піпетки.
6. Для створення анаеробних умов додають 1-2 краплі стерильного вазелінового масла в лунки для визначення лізіндекарбоксілази (№ 4), аргініндегідролази (№ 5), орнітіндекарбоксілази (№ 6), уреази (№ 10) та освіти сірководню (№ 11)
7. Закривають кришку панелі.
8. Витримують ПБДЕ протягом 18-24 год при температурі 37 ° С.
Облік результатів. Облік результатів проводять візуально у відповідності з колірним покажчиком, прикладеним до ПБДЕ, через 18-24 год інкубації при температурі 37 ° С, за винятком тесту на виявлення β-галактозидази, який проводять двічі: через 3-5 год і через 18-24 год , тому що у деяких штамів лимонно-жовте забарвлення через 18-24 год зникає.
Через 18-24 год інкубації відкривають кришку панелі і в лунку для виявлення фенілаланіндезамінази (№ 7) додають 1 краплю 10%-го розчину хлориду заліза (залізо трихлористе 6-водне), в лунку для визначення ацетілметілкарбінола (№ 9) 1 краплю 6% -го розчину а-нафтолу та потім 1 краплю 40%-го розчину гідроокису калію, в лунку для виявлення індолу (№ 8) - 1-3 краплі реактиву Ерліха. Реакції враховують негайно, виявлення ацетілметілкарбінола здійснюють через 15-20 хв після закапування реактивів.
Ідентифікацію культур мікроорганізмів проводять з використанням таблиці біохімічних властивостей ентеробактерій, діагностичного «ключа», каталогу кодів - посібники для інтерпретації результатів ідентифікації з використанням математичного методу класифікації.
Колірний покажчик

Тести
Колір середовища в
розчиненому вигляді
Позитивна реакція
Негативна реакція
1
Утилізація цитрату натрію
жовтий, світло-зелений
темно-зелений, синій
жовтий, світло-зелений
2
Утилізація малоната натрію
жовтий
темно-зелений, синій
жовтий, світло-зелений
3
Утилізація цитрату натрію з глюкозою
жовтий коричневий
фіолетовий, бурий
жовтий, коричневий
4
Наявність лізіндекарбоксілази
жовтий, світло-зелений
темно-зелений, синій
жовтий, світло-зелений
5
Наявність аргініндегідролази
Жовтий, світло-зелений
темно-зелений, синій
жовтий, світло-зелений
6
Утилізація орнітіндекарбоксілази
Жовтий, світло-зелений
темно-зелений, синій
жовтий, світло-зелений
7
Наявність фенілаланіндезамінази
безбарвний
темно-зелений
жовтий
8
Освіта індолу
безбарвний
рожевий
безбарвний
9
Освіта ацетілметілкарбінола
безбарвний
рожевий, малиновий
безбарвний
10
Наявність уреази
жовтий
малиновий, червоний
жовтий
11
Освіта сірководню
безбарвний
чорний, темно-сірий
жовтий
12
Утилізація глюкози
червоний
жовтий
червоний
13
Наявність β-галактозидази
безбарвний
лимонно-жовтий
безбарвний
14
Утилізація лактози
червоний
жовтий
червоний
15
Утилізація маніту
червоний
жовтий
червоний
16
Утилізація сахарози
червоний
жовтий
червоний
17
Утилізація інозиту
червоний
жовтий
червоний
18
Утилізація сорбіту
червоний
жовтий
червоний
19
Утилізація арабінози
червоний
жовтий
червоний
20
Утилізація мальтози
червоний
жовтий
червоний
Знешкодження ПБДЕ Занурення (повним) на 60 хв у 3% розчин хлораміну Б або 6% розчин перекису водню з 0,5% СМС.
Форма випуску. Випускається в наборі, що складається з 20 пластин у герметично запаяному пакеті, 1 флакону з 0,95 г сухих компонентів ФБР рН 6,0-6,2, 1 флакону з 0,2 г хлориду заліза (III), 1 флакону з 0,02 г парадиметиламинобензальдегида. 1 флакону з 0,8 г калію гідроокису, 1 флакону з 6,12 г а-нафтолу, 1 флакону з 8,0 г масла вазелінового, інструкції із застосування, діагностичного «ключа», таблиці біохімічних властивостей ентеробактерій і 20 штук кодових карток. Набір тест-системи упакований в коробку. На прохання споживачів до набору може бути додатково прикладений каталог кодів.
Умови зберігання і транспортування. Транспортування і зберігання препарату в захищеному від світла місці при температурі від 2 до 25 С.
Термін придатності 1 рік.
Додати в блог або на сайт

Цей текст може містити помилки.

Біологія | Курсова
292.5кб. | скачати


Схожі роботи:
Патогенні мікроорганізми
Прокаріотні мікроорганізми
Психрофільні мікроорганізми та їх використання
Сторонні мікроорганізми в пивоварному виробництві
Мікроорганізми Отруєння немікробного походження
Мікроорганізми виділені з різних природних жирів
Вплив факторів зовнішнього середовища на мікроорганізми
Вплив факторів зовнішнього середовища на мікроорганізми
Озера Японії
© Усі права захищені
написати до нас
Рейтинг@Mail.ru